涉及rt1基因、相關的構建體和方法的具有改變的根構造的植物的制作方法

專利名稱：：涉及rt1基因、相關的構建體和方法的具有改變的根構造的植物的制作方法
技術領域：
：本發明涉及可用于改變植物根構造的組合物和方法。另外，本發明涉及已經用本發明的組合物進行遺傳轉化的植物。
背景技術：
：對于植物根的發育和功能的基因調控所知相對較少。闡明基因調控是很重要的，因為根起著諸如獲取水和營養物質以及植物固定在土壤中之類的重要功能。玉米根構造由在不同植物發育階段形成的不同的根類型構成。已經描述了玉米中在不同發育階段特定根類型受到影響的許多突變體(如rtcs(rootlessconcerningcrownandseminalroots(冠根和種子根生長缺陷突變體))、Irtl(lateralrootlessl)(側根生長缺陷突變體l))、rtl((rootless1)(根生長缺陷突變體1)(Hochholdinger等人(2004)AnnalsofBotany93:359-368)。突變體rtl是已經分離出的根系形成的第一個突變體，它顯示具有數目減少的莖生根。rtl突變體在較高的莖節處不存在任何莖生根，同時在前兩個莖節處的冠狀根數目僅有輕微差異。突變體rtl作為單基因隱性性狀遺傳，其圖譜位于染色體3(MaizeGDB，見WorldWideWeb,maizegdb.org)rtl突變體由Jenkins首次描述(JenkinsMT(1930)JHered21:79_80)，但仍無對編碼rtl表型相關蛋白的核酸的分子分析。實際上，迄今為止仍無rtl編碼蛋白特性的報道。發明概述本發明包括在一個實施方案中分離的多核苷酸包括(i)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述多肽在植物中的表達導致與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。或(ii)(i)的核酸序列的全長互補序列，其中(i)的全長互補核酸序列由相同數目的核苷酸組成，并且是100%互補的。在另一個實施方案中，一種分離的多肽，在與SEQIDNO:13或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述多肽在植物中的表達導致與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。在另一個實施方案中，一種分離的多核苷酸包含(i)一種核酸序列，該序列在與SEQIDN0:12或20比較時，基于ClustalV比對方法，具有至少50%的序列同一性，并且其中所述多核苷酸編碼多肽，其中所述多肽的表達導致與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造，或(ii)⑴的核酸序列的全長互補序列。在另一個實施方案中，一種分離的多核苷酸包含(i)一種核酸序列，該序列在與SEQIDNO12或20比較時，基于ClustalV比對方法，具有至少50%的序列同一性，并且其中所述多核苷酸編碼多肽，其中所述多肽的表達導致與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造，并且其中所述多肽序列包含至少一個選自SEQIDN0:22和23的基序，其中所述基序是基本上保守的亞序列。在另一個實施方案中，一種編碼多肽的分離的多核苷酸，其中所述多肽的表達導致改變的根構造，并且其中多肽序列包含至少一個選自SEQIDNO:22和23的基序，其中所述基序是基本上保守的亞序列。在另一個實施方案中，一種在基因組中包含重組DNA構建體的植物，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控元件的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述植物在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。在另一個實施方案中，一種在基因組中包含重組DNA構建體的植物，該重組DNA構建體包含(a)可操作地連接至少一個調控元件的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(b)抑制DNA構建體，該構建體包含至少一個調控元件，該調控元件有效連接至⑴如下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(b)⑴㈧的核酸序列的全長互補序列；或(ii)源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽，并且其中在與未包含所述重組構建體的對照植物比較時，所述植物表現出至少一種農學特性的改變。在另一個實施方案中，一種改變植物根構造的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列的多核苷酸，其中該多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；以及(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該重組DNA構建體并且在與未包含該DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造；并且任選地，(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在基因組中包含該重組DNA構建體并且在與未包含該DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。在另一個實施方案中，一種評價植物根構造的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列的多核苷酸，其中該多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(c)與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較來評價該轉基因植物的根構造；以及任選地，(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及任選地，(e)與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較來評價該子代植物的根構造。在另一個實施方案中，一種評價植物根構造的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列的多核苷酸，其中該多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及(d)與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較來評價該子代植物的根構造。在另一個實施方案中，一種確定植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列的多核苷酸，其中該多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(c)確定該轉基因植物在與不包含該重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變；以及任選地，(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及任選地，(e)確定該子代植物在與不包含該重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。在另一個實施方案中，一種確定植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列的多核苷酸，其中該多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；并且(d)確定該子代植物在與不包含該重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。在另一個實施方案中，一種確定植物農學特征改變的方法，該方法包括(a)將包含至少一個調控元件的抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該調控元件可操作地連接至(i)以下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(b)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或(ii)源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與源所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(c)確定該轉基因植物在與不包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變；以及(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及任選地，(e)確定該子代植物在與不包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。在另一個實施方案中，一種確定植物農學特征改變的方法，該方法包括(a)將包含至少一個調控元件的抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該調控元件可操作地連接至(i)以下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或(ii)源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體并且在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造；(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(d)確定該子代植物在與不包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。在另一個實施方案中，一種改變植物根構造的方法，該方法包括(a)將包含至少一個調控元件的抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該調控元件可操作地連接至(i)以下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；或(B)(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或(ii)源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；以及(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體并且在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造；以及任選地，(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體并且其中該子代植物在與不包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的農學特性；在另一個實施方案中，一種評價植物根構造的方法，該方法包括(a)將包含至少一個調控元件的抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該調控元件可操作地連接至(i)以下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或(ii)源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(c)與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較評價該轉基因植物的根構造；以及(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及任選地，(e)與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較來評價該子代植物的根構造。在另一個實施方案中，一種評價植物根構造的方法，該方法包括(a)將包含至少一個調控元件的抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該調控元件可操作地連接至(i)以下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或(ii)源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(d)與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較評價該子代植物的根構造。本發明中還包括的是上述植物的任何子代、上述植物的任何種子以及來自任意上述植物和子代植物的細胞。一種生產可作為產品銷售的種子的方法，該種子提供改變的根構造，該方法包括任意前述優選的方法，并且還包括從所述子代植物獲得種子，其中所述種子在它們的基因組中包含所述重組DNA構建體。附圖以及序列清單的說明根據以下的詳細描述和附圖以及序列清單，可以更全面地理解本發明，以下的詳細描述和附圖以及序列清單形成本申請的一部分。圖1描述了在bac克隆b0541.cl3(SEQIDNO:9)上的RTl基因。圖2示出了在加入乙烯以后誘導的RTl轉錄。圖3A至3B示出了來自B73(SEQIDNO13)的RTl蛋白、大米RTl同源物(NCBIGeneral標識符SEQIDNO17)、擬南芥RTl同源物(NCBIGeneral標識符SEQIDNO19)和來自克隆cfp7n.pk6.3的玉米RTl同源物(SEQIDNO21)的全長氨基酸序列的多重比對。所有序列間保守的氨基酸在頂行用星號(*)標出；該程序用短劃線來使序列間最大程度的對齊。在所有四個序列之間的兩個高度保守基序在比對中用下劃線標出。采用Clustal比對方法(Higgins和Sharp,1989,CABIOS.5:151_153)使用默認參數(空位罰分(GAPPENALTY)=10，空位長度罰分(GAPLENGTHPENALTY)=10)執行下面的用于產生序列多重比對的方法參數。圖4示出了圖3A至3B中顯示的每對氨基酸序列的百分比序列同一性的圖表。圖5示出了載體pD0N0R/Zeo。圖6示出了載體pD0N0R221。圖7示出了載體PHP27840。圖8示出了載體PHP23236。圖9示出了載體PHP10523。圖10示出了載體PHP28408。圖11示出了載體PHP20234。圖I2示出了載體PHP28529。圖13示出了載體PHP22020。圖14示出了載體PHP23112。圖15示出了載體PHP23235。圖16示出了載體PHP29635。圖17示出了載體pII0XS2a_FRT87(ni)m。圖18是實施例19中用于半水栽玉米生長的培養基。圖19是列出實施例19中與不同硝酸鹽濃度對GaspeBayFlint衍生的玉米系生長和發育的影響相關的數據的圖表。圖20a至c圖示了rtl和在田間、溫室或水栽條件下生長的野生型植物的比較。序列描述以及相關聯的序列列表遵循如37C.F.R.§1.821-1.825中所列出的管理專利申請中的核苷酸和/或氨基酸序列公開的規則。序列列表包含核苷酸序列字符的單字母碼以及氨基酸的三字母碼，如遵照IUPAC-IUBMB標準所定義的，該標準在NucleicAcidsRes.133021-3030(1985)以及在BiochemicalJ.219(No.2):345_373(1984)中描述，將這兩篇文獻以引用的方式并入本文。用于核苷酸和氨基酸序列數據的符號和格式遵循在37C.F.R.§1.822中示出的規則。SEQIDNO1是實施例2中所用的標記MZA8757-F81的正向引物。SEQIDNO2是實施例2中所用的標記MZA8757-R593的反向引物。SEQIDNO3是實施例2中所用的標記MZA15417-F132的正向引物。SEQIDNO4是實施例1中所用的標記MZA15417-R607的反向引物。SEQIDNO5是實施例2中所用的CAP標記b0541的正向引物。SEQIDNO6是實施例2中所用的CAP標記b0541的反向引物。SEQIDNO7是實施例2中所用的CAP標記b0461的正向引物SEQIDNO8是實施例2中所用的CAP標記b0461的反向引物。SEQIDNO9是實施例3中所述的來源于BACb0541.cl3的候選基因的序列。SEQIDNO10是實施例3中所用的RTl3006F的正向引物。SEQIDNO11是實施例3中所用的RTl17631R的反向引物。SEQIDNO12是實施例3中所述的RTl的B73cDNA。SEQIDNO13是由SEQIDNO12的核苷酸50至1382(終止)編碼的RTl氨基酸序列。SEQIDNO:14是正向引物4405F，用于實施例5中。SEQIDNO15是實施例5中所用的etr4Rnew反向引物。SEQIDNO16是編碼來自大米的最接近多肽RTl同源物的核苷酸序列。SEQIDNO17對應于由SEQIDNO16的核苷酸91至1263(終止)編碼的RTl氨基酸序列同源物，并且用NCBIGeneral標識符115434026示出。SEQIDNO18是編碼來自擬南芥的最接近多肽RTl同源物的核苷酸序列。SEQIDNO:19對應于由SEQIDNO:18的核苷酸132至1493(終止)編碼的RT1氨基酸序列同源物，并且用NCBIGeneral標識符15217667示出。SEQIDNO20是對應于玉米RTl序列的玉米同源物的EST。SEQIDNO:21是由SEQIDNO20編碼的氨基酸序列。SEQIDN0:22對應于圖3A至3B中示出的比對中的基序I。SEQIDN0:23對應于圖3A至3B中示出的比對中的基序II。SEQIDNO24是實施例9中描述的attBl序列。SEQIDNO25是實施例9中描述的attB2序列。SEQIDNO26是實施例9中描述的正向引物VC062的序列。SEQIDNO27是實施例9中描述的反向引物VC063的序列。SEQIDNO28是實施例9中描述的載體pD0N0R/Zeo的序列。SEQIDNO29是實施例9中描述的載體pD0N0R/221的序列。SEQIDNO30是實施例9中描述的PHP27840的序列。SEQIDNO31是實施例9中描述的PHP23236的序列。SEQIDNO:32是PHP10523的序列。SEQIDNO:33是NAS2啟動子的序列。SEQIDNO:34是G0S2啟動子的序列。SEQIDNO:35是泛素啟動子的序列。SEQIDNO36是PINII終止子的序列。SEQIDNO:37是PHP28408的序列。SEQIDNO:38是PHP20234的序列。SEQIDNO:39是PHP28529的序列。SEQIDNO:40是PHP22020的序列。SEQIDNO41是PHP23112的序列。SEQIDNO:42是PHP23235的序列。SEQIDNO:43是PHP29635的序列。SEQIDNO:44是pII0XS2a_FRT87(ni)m的序列。SEQIDNO45是S2A啟動子的序列。發明詳述藉此將本文中所列出的每篇參考文獻的公開內容的全文以引用的方式并入本文。如本文所用的并在附加的權利要求書中的單數形式“一個”和“所述”包括復數涵義，除非上下文中清楚地另有指明。因此，例如，“一株植物”的涵義包括多株此類植物，“一個細胞”的涵義包括一個或多個細胞及其本領域的技術人員已知的等同物，等等。術語“根構造”指構成根的不同植物部分的布置方式。術語“根構造”、“根組織結構”、“根系”和“根系結構”本文可以互換使用。一般來講，植物由胚發育成的第一種根稱為初生根。在大多數雙子葉植物中，初生根被稱為主根。這種主根向下生長并產生分枝根(側根)。在單子葉植物中，植物的初生根發生分枝，生成須根系。術語“改變的根構造”指與參照植株或對照植株比較，在其不同發育階段構成根系的不同部分的改變狀況。應該理解，改變的根構造涵蓋了一種或多種可測量參數(包括但不限于一個或多個根系部分的直徑、長度、數目、角度或表面)的改變，所述根系部分包括但不限于初生根、側根或分枝根、冠根、不定根和根毛，所有這些都在本發明的范圍內。這些改變可導致根所占的區域或空間的整體改變。“農學特性”是可測量的參數，包括但不限于綠度、產量、生長速率、生物量、成熟時的鮮重、成熟時的干重、果實產量、種子產量、總植物含氮量、果實含氮量、種子含氮量、營養組織含氮量、總植物游離氨基酸含量、果實游離氨基酸含量、種子游離氨基酸含量、營養組織游離氨基酸含量、總植物蛋白質含量、果實蛋白質含量、種子蛋白質含量、營養組織蛋白質含量、耐旱性、氮攝取、根倒伏、莖桿倒伏、根穿透、植株高度、穗長和收獲指數。“收獲指數”指粒重除以總株重。"rtl"(rootless1)指玉米突變體的核苷酸序列。“r11”指玉米突變體的多肽。“RT1”指玉米RTl野生型基因和cDNA，無限制的分別包括SEQIDNO9和SEQIDNO:12o“RT1”指玉米RTl野生型蛋白，由SEQIDNO9的外顯子和SEQIDNO12的cDNA編碼。“RT1樣”指玉米RTl序列的核苷酸同源物，并對應于大米、擬南芥、和另外的玉米序列，無限制的分別包括SEQIDN0:16、18、和20的核苷酸序列。“RT1樣”指玉米RTl蛋白的多肽同源物，并無限制地包括SEQIDNO17、19和21的氨基酸序列，分別對應于另外的大米、擬南芥和另外的玉米同源物。“環境條件”指植物生長的條件，例如水的可用性、營養物質(例如氮或磷)的可用性、土壤類型、或者昆蟲或病害的存在。“改變環境條件”指植物生長條件的改變，包括但不限于水的可用性、營養物質(例如氮或磷)的可用性、土壤類型、或者昆蟲或病害的存在。“根倒伏”指莖桿從中間傾倒。根倒伏可能最早在營養階段后期發生并且最晚在采收成熟時發生。根倒伏可能受雜交感病性(即使雜交體受有害物影響導致根倒伏)、環境脅迫(干旱、洪澇)、昆蟲和病害的影響。在一些情況下，根倒伏可能是由玉米根蟲傷害所致。“根穿透”指植物根系穿透到土壤中的速率和深度。“土壤類型”指在具體樣本中根據不同尺寸的顆粒確定土壤質地，包括但不限于礦物質顆粒。術語“土壤類型”也指在改變物理條件下(包括但不限于水含量和耕作)的土壤致密度。一般來講，土壤部分地由細小的土石顆粒構成，根據尺寸分成沙土、粉土、和粘土。每種尺寸起到顯著不同的作用。例如，最大的顆粒，沙土，決定透氣和水系特征，然而最小的亞顯微顆粒，粘土顆粒，具有化學活性，能結合水和植物營養素。這些尺寸的比率決定土壤類型粘土、壤土、粘壤土、粉砂壤土、等等。“基因組”在用于植物細胞時不僅涵蓋存在于細胞核中的染色體DNA，而且還包括存在于細胞的亞細胞組分(如線粒體、質粒)中的細胞器DNA。“植物”包括整個植株、植物器官、植物組織、種子和植物細胞以及同一植株的子代。植物細胞包括但不限于得自下列物質的細胞種子、懸浮培養物、胚、分生區域、愈傷組織、葉、根、芽、配子體、孢子體、花粉和小孢子。“子代”包括植物的任何后續世代。“轉基因”指其基因組因異源核酸(如重組DNA構建體)的存在而發生改變的任何細胞、細胞系、愈傷組織、組織、植物部分或植物，包括那些最初的轉基因事件以及從最初的轉基因事件通過有性雜交或無性生殖而產生的那些。如本文所用的術語“轉基因”不涵蓋通過常規植物育種方法或通過諸如隨機異花受精、非重組病毒感染、非重組細菌轉化、非重組轉座或自發突變之類的自然發生事件導致的基因組(染色體基因組或染色體外基因組)改變。“轉基因植物”包括在其基因組內包含異源多核苷酸的植物。優選的是，異源多核苷酸被穩定地整合進基因組中，使得該多核苷酸能傳遞至連續的世代。異源多核苷酸可以單獨地或作為重組DNA構建體的部分整合進基因組中。針對序列而言的“異源”意指來自外來物種的序列，或者如果來自相同物種，則指通過蓄意的人為干預而從其天然形式發生了組成和/或基因座的顯著改變的序列。“多核苷酸”、“核酸序列”、“核苷酸序列”和“核酸片段”可互換使用，并且指作為單鏈或雙鏈的RNA或DNA聚合物，任選含有合成的、非天然的或改變的核苷酸堿基。核苷酸(通常以它們的5'-單磷酸形式存在)通過如下它們的單個字母名稱來指代“A”為腺苷酸或脫氧腺苷酸(分別對應RNA或DNA)，“C”表示胞苷酸或脫氧胞苷酸，“G”表示鳥苷酸或脫氧鳥苷酸，“U”表示尿苷酸，“T”表示脫氧胸苷酸，“R”表示嘌呤(A或G)，“Y”表示嘧啶(C或T)，“K”表示G或T，“H”表示A或C或T，“I”表示肌苷，而“N”表示任意核苷酸。“多肽”、“肽”、“氨基酸序列”和“蛋白質”在本文中可互換使用，指氨基酸殘基的聚合物。該術語適用于其中一個或多個氨基酸殘基是相應的天然存在的氨基酸的人工化學類似物的氨基酸聚合物，以及適用于天然存在的氨基酸聚合物。術語“多肽”、“肽”、“氨基酸序列”和“蛋白質”還可以包括修飾，包括但不限于糖基化、脂質連接、硫酸鹽化、谷氨酸殘基的Y羧化、羥化和ADP-核糖基化。“信使RNA(mRNA)”指無內含子并且可以通過細胞翻譯成蛋白質的RNA。“cDNA”指與mRNA模板互補并且利用逆轉錄酶從mRNA模板合成的DNA。cDNA可以是單鏈的或者可以用DNA聚合成酶I的Klenow片段轉化成雙鏈形式。“成熟”蛋白質指經翻譯后加工的多肽；即已經去除了存在于初級翻譯產物中的任何前肽或原肽的多肽。“前體”蛋白質指mRNA的翻譯初級產物；即具有仍然存在的前肽和原肽。前肽和原肽可以是并且不限于細胞內定位信號。“分離的”指物質，例如核酸和/或蛋白質，該物質基本上不含在天然存在的環境中通常伴隨該物質或與其反應的組分，或者說是該物質被從所述組分移出。分離的多核苷酸可以從它們天然存在于其中的宿主細胞純化。技術人員已知的常規核酸純化方法可用于獲得分離的多核苷酸。該術語也涵蓋重組多核苷酸和化學合成的多核苷酸。“重組體”指(例如)通過化學合成或者通過用基因工程技術操縱分離的核酸片段來實現的兩個原本分離的序列片段的人工組合。“重組體”也包括細胞或載體，通過導入異源核酸改變細胞，來源于該改變細胞的細胞也改變了。它不包括自然發生事件(例如，自發突變、自然轉化/轉導/轉座)改變的細胞或載體，例如那些無蓄意的人為干預而發生的改變。“重組DNA構建體”指在自然界中通常不會一起存在的核酸片段的組合。因此，重組DNA構建體可以包含源于不同來源的調控序列和編碼序列，或源于相同來源但以不同于通常天然存在的方式排列的調控序列和編碼序列。術語“調控序列”和“調控元件”本文可互換使用。“調控序列”指位于編碼序列的上游(5'非編碼序列)、中間或下游(3'非編碼序列)，并且影響相關編碼序列的轉錄、RNA加工或穩定性或者翻譯的核苷酸序列。調控序列可以包括但不限于啟動子、翻譯前導序列、內含子和多腺苷酸化識別序列等。“啟動子”指能夠控制另一核酸片段轉錄的核酸片段。“在植物中有功能的啟動子”指能夠控制植物細胞中的轉錄的啟動子，無論其是否來源于植物細胞。“組織特異性啟動子”和“組織優選啟動子”可以互換使用，并且指主要但非必須專一地在一種組織或器官中表達，而是也可以在一種特定細胞中表達的啟動子。“發育調控啟動子”指其活性由發育事件決定的啟動子。術語“可操作地連接”指核酸片段聯合成單一片段，使得其中一個核酸片段的功能受到另一個核酸片段的調控。例如，在啟動子能夠調節核酸片段的轉錄時，該啟動子與該核酸片段進行了可操作地連接。“表達”指功能產物的產生。因此，核酸片段的表達可以指核酸片段的轉錄(如生成mRNA或功能RNA的轉錄)和/或RNA翻譯成前體或成熟蛋白質。“表型”意指細胞或生物體的可檢測的特征。有關將核酸片段(例如重組DNA構建體)插入細胞內的“導入”意指“轉染”或“轉化”或“轉導”，并且包括指將核酸片段整合進真核或原核細胞中，在該細胞中核酸片段可以整合進細胞的基因組(如染色體、質粒、質體或線粒體DNA)內，轉變成自主的復制子或瞬時表達(如轉染的mRNA)。“轉化細胞”是將核酸片段(如重組DNA構建體)引入其中的任何細胞。在此所用的“轉化”指穩定轉化和瞬時轉化兩者。“穩定轉化”指將核酸片段引入宿主生物體的基因組中，導致基因穩定遺傳。一旦穩定轉化，核酸片段穩定地整合進宿主生物體和任何連續世代的基因組中。“瞬時轉化”指將核酸片段引入宿主生物體的核中或包含DNA的細胞器中，引起基因表達而沒有基因穩定遺傳。“等位基因”是占據染色體上給定位點的基因的幾種供選擇形式的其中一種。當二倍體植物中一對同源染色體上給定基因座上存在的等位基因相同時，該植物在該基因座處是純合的。如果二倍體植物中一對同源染色體上給定基因座上存在的等位基因不同，則該植物在該基因座處是雜合的。如果轉基因存在于二倍體植物中一對同源染色體中的其中之一上，則該植物在該基因座處是半合子的。序列比對和百分比同一性可以用設計用于檢測同源序列的多種比較方法來確定，這些方法包括但不限于LASARGENE生物信息計算包(DNASTARInc.,Madison,WI)的Megalign程序。除非另外說明，否則本文提供的序列的多重比對用Clustalν比對方法(Higgins和Sharp,1989，CABI0S.5151-153)采用默認參數(空位罰分=10，空位長度罰分=10)執行。用ClustalV方法進行成對比對和蛋白質序列的百分比同一性計算的默認參數為KTUPLE=1、缺口罰分=3、窗口(WINDOW)=5和DIAGONALSSAVED=5。而對于核酸，這些參數為KTUPLE=2，空位罰分=5，窗口=4和DIAGONALSSAVED=4。用ClustalV程序比對序列后，可以通過查看同一程序中的“序列距離”表來獲得“百分比同一性”和“趨異”值。除非另外說明，否則本文提供的和申明的百分比同一性和趨異度是以該方式計算。本文使用的標準重組DNA和分子克隆技術是本領域所熟知的并且在如下文獻中有更全面的描述Sambrook,J.，Fritsch,E.F.禾口Maniatis，Τ.，MolecularCloningALaboratoryManual；ColdSpringHarborLaboratoryPress:ColdSpringHarbor,1989(下文稱為“Sambrook”)。現在來看優選的實施方案優選的實施方案包括分離的多核苷酸和多肽、重組DNA構建體、包含這些重組DNA構建體的組合物(例如植株或種子)以及利用這些重組DNA構建體的方法。優選的分離的多核苷酸和多肽本發明包括如下優選的分離的多核苷酸和多肽分離的多核苷酸，包括(i)編碼多肽的核酸序列，當與SEQIDN0:13或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%、86%、87%、88%、89%、90%、91%、92%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，并且其中所述多肽在植物中的表達導致與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造，或(ii)⑴的核酸序列的完全互補序列，其中⑴的完全互補序列和核酸序列由相同數目的核苷酸構成并且100%互補。任意上述分離的多核苷酸可以用于本發明的任何重組DNA構建體(包括抑制DNA構建體)。一種分離的多肽，在與SEQIDNO13或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%,51%,52%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,6162%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,7172%,73%,74%,75%,91%、92%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，并且其中所述多肽在植物中的表達導致與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。一種分離的多核苷酸，該核苷酸包含(i)在與SEQIDNO13或21比較時，基于ClustalV比對方法，具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%、60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%,99%^；100%的序列同一性，并且其中所述多核苷酸編碼多肽，其中所述多肽的表達導致與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造，或(ii)(i)的核酸序列的全長互補序列。任意上述分離的多核苷酸可以用于本發明的任何重組DNA構建體(包括抑制DNA構建體)。該分離的多核苷酸編碼RTl或RTl樣蛋白。優詵的重組DNA構津體和抑制DNA構津體在一個方面，本發明包括重組DNA構建體(包括抑制DNA構建體)。在一個優選的實施方案中，重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(如，在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中該多核苷酸包含(i)編碼氨基酸序列的核酸序列，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%、60%、61%、62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,9192%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)所述⑴核酸序列的全長互補序列；在另一個優選實施方案中，重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(如，在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中所述多核苷酸包含(i)核酸序列，在與SEQIDNO:12、16、18、或20比較時，基于ClustalV比對方法，該序列具有至少50%、51%、52%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8182%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)(i)核酸序列的全長互補序列。圖3A至3B示出了B73RT1(SEQIDNO13)、大米RTl同源物(SEQIDN0:17)、擬南芥RTl同源物(SEQIDNO19)、和來自克隆cfp7n.pk6.3的玉米RTl同源物(SEQIDNO21)的全長氨基酸序列的多重比對。所有序列間保守的氨基酸在頂行用星號(*)標出；該程序用短劃線來使序列間最大程度的對齊。兩個高度保守序列基序在比對中用下劃線標出。采用Clustal比對方法(Higgins和Sharp，1989，CABIOS.5:151_153)使用默認參數(空位罰分=10，空位長度罰分=10)執行下面的用于產生序列多重比對的方法參數，并且成對比對默認參數為KTUPLE=1，空位罰分=3，窗口=5以及DIAGONALSSAVED=5。圖4示出了圖3A至3B中顯示的每對氨基酸序列的百分比序列同一性的圖表。在另一個優選的實施方案中，重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(如，在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼RTl或RTl樣蛋白。優選地，該RTl或RTl樣蛋白來自擬南芥(Arabidopsisthaliana)、玉米(Zeamays)、大豆(Glycinemax)、煙豆(Glycinetabacina)、里予大豆(Glycinesoja)禾口短絨里予大豆(Glycinetomentella)。在另一方面，本發明包括抑制DNA構建體。抑制DNA構建體優選包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至(a)以下序列的全部或部分(i)編碼多肽的核酸序列，當與SEQIDNO:13、或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、5152%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,6162%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8182%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,9192%,93%,94%,95%,96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)(a)⑴核酸序列的全長互補序列；或者(b)源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%、5152%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,6162%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8182%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,9192%,93%,94%,95%,96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl蛋白；或(c)以下序列的全部或部分⑴核酸序列，當與SEQIDNO:12或20比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,7172%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8182%,83%,84%,85%,86%、87%、88%、89%、90%、91%、92%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)(c)(i)核酸序列的全長互補序列。該抑制DNA構建體優選包含共抑制構建體、反義構建體、病毒_抑制構建體、發夾抑制構建體、莖_環抑制構建體、產生雙鏈RNA的構建體、RNAi構建體或小RNA構建體(如，siRNA構建體或miRNA構建體)。應該理解(正如本領域技術人員將會理解的)，本發明不僅僅涵蓋這些具體的示例性序列。導致給定位點處產生化學上等價的氨基酸但不影響所編碼多肽的功能特性的核酸片段中的改變是本領域眾所周知的。因此，氨基酸丙氨酸(一種疏水性氨基酸)的密碼子可以被編碼另一個疏水性較弱的殘基(例如甘氨酸)或疏水性較強的殘基(例如纈氨酸、亮氨酸或異亮氨酸)的密碼子取代。類似地，導致一個帶負電荷的殘基替換為另一個帶負電荷的殘基(例如，天冬氨酸替代谷氨酸)或者一個帶正電荷的殘基替換為另一個帶正電荷的殘基(例如，賴氨酸替換精氨酸)的改變也可以預期產生功能上等價的產物。導致多肽分子的N-末端和C-末端部分改變的核苷酸變化也將預計不會改變多肽的活性。所提出的修飾中的每一種均完全在本領域常規技術內，如測定所編碼的產物的生物活性的保留。“抑制DNA構建體”是在轉化或穩定整合進植物基因組時，導致該植物中的靶基因“沉默”的重組DNA構建體。對該植物來說，該靶基因可以是內源性的或是轉基因的。如本文針對靶基因所使用的，“沉默”通常指在由靶基因表達的mRNA或蛋白質/酶的水平上的抑制，和/或在酶活性或蛋白質功能性的水平上的抑制。本文中可交換使用的術語“抑制”、“抑制”以及“沉默”包括降低、減少、減退、減小、抑制、消除或防止。“沉默”或“基因沉默”不確定機理并且包括(并且不限于)反義、共抑制、病毒-抑制、發夾抑制、莖-環抑制、基于RNAi的方法以及基于小RNAi的方法。抑制DNA構建體可以包含源自所關注的靶基因的區域并且可以包含所關注的靶基因的有義鏈(或反義鏈)的核酸序列的全部或部分。取決于所要利用的方法，該區域可以與所關注基因的有義鏈(或反義鏈)的全部或部分100%相同或者有少于100%的同一性(如，有至少50%,51%,52%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,9193%、94%、95%、96%、97%、98%、99%的同一性)。抑制DNA構建體是本領域所熟知的，一旦選定所關注的靶基因就很容易構建，并且包括但不限于共抑制構建體、反義構建體、病毒-抑制構建體、發夾抑制構建體、莖-環抑制構建體、產生雙鏈RNA的構建體，以及更通常的是，RNAi(RNA干擾)構建體和小RNA構建體，例如siRNA(短干擾RNA)構建體和miRNA(微RNA)構建體。“反義抑制”指產生能夠抑制靶蛋白表達的反義RNA轉錄物。“反義RNA”指與靶初級轉錄物或mRNA的全部或部分互補，并阻斷分離的靶核酸片段表達的RNA轉錄物(美國專利號5，107，065)。反義RNA可以與特定基因轉錄物的任何部分，即5'非編碼序列、3'非編碼序列、內含子或編碼序列互補。“共抑制”指產生能夠抑制靶蛋白表達的有義RNA轉錄物。“有義”RNA指包括mRNA并且可以在細胞內或體外翻譯成蛋白質的RNA轉錄物。此前，已通過著眼于以有義方向過表達與內源mRNA具有同源性的核酸序列(其導致與過表達的序列具有同源性的所有RNA減少)設計出了植物中的共抑制構建體(參見Vaucheret等人，1998，PlantJ.，16651-659；以及Gura，2000，Nature404:804_808)。另一種變型描述了將植物病毒序列用于引導對近端mRNA編碼序列的抑制(于1998年8月20日公開的PCT專利公開WO98/36083)。此前描述的是“發夾”結構的利用，該結構以互補方向整合mRNA編碼序列的全部或部分，導致已表達的RNA形成潛在的“莖-環”結構(于1999年10月21日公開的PCT專利公開W099/53050)。在這種情況下，莖由對應相對于啟動子以有義或反義方向插入的相關基因的多核苷酸形成，并且環由一些相關基因的多核苷酸形成，在構建體中該多核苷酸不具有互補序列。這增加了獲得的轉基因植物中的共抑制或沉默頻率。關于發夾抑制的綜述，參見Wesley，S.V.等人，2003，MethodsinMolecularBiology,PlantFunctionalGenomics:MethodsandProtocols236:273_286。其中莖由至少30個來自待抑制基因的核苷酸形成而環由任意的核苷酸序列形成的構建體也已經有效地用于抑制(于1999年12月2日公開的PCT專利公開No.WO99/61632)。使用聚-T和聚-A序列產生莖-環結構中的莖已經有所描述(于2002年1月3日公開的PCT專利公開WO02/00894)。然而另一種改變形式涉及使用合成的重復序列來促進莖_環結構中的莖的形成。用這種重組DNA片段產生的轉基因生物體已經顯示由形成莖環結構的核苷酸片段編碼的蛋白質的水平降低，如于2002年1月3日公開的PCT專利公開No.WO02/00904中所述。RNA干擾是指動物中由短干擾RNA(SiRNA)介導的序列特異性轉錄后基因沉默的過程(Fire等人，Nature391:8061998)。在植物中的對應過程通常稱為轉錄后基因沉默(PTGS)或RNA沉默，并且在真菌中也稱為阻抑作用(quelling)。據信轉錄后基因沉默過程是用于防止外來基因表達的進化保守性細胞防御機制，并且通常由不同植物區系和門所共有(Fire等人，TrendsGenet.15=3581999)。這種防止外來基因表達的保護作用可能是通過特異性破壞病毒基因組RNA的同源單鏈RNA的細胞反應，響應源自病毒感染或源自轉座因子隨機整合到宿主基因組內的雙鏈RNA(dsRNA)的生成而進化而來。dsRNA在細胞中的存在通過還沒有完全表征的機制引發了RNAi反應。細胞中長dsRNA的存在刺激了稱為dicer的核糖核酸酶III的活性。Dicer涉及使dsRNA加工成稱為短干擾RNA(siRNA)的短dsRNA片段(Berstein等人，Nature4093632001)。源自dicer活性的短干擾RNA的長度通常是約21至約23個核苷酸，并且包含約19個堿基對的雙鏈體(Elbashir等人，GenesDev.151882001)。Dicer還涉及從保守結構的前體RNA上切下21個和22個核苷酸的小時序RNA(StRNA)，該小時序RNA參與翻譯控制(Hutvagner等人，2001，Science293:834)。RNAi響應還涉及內切核酸酶復合物，通常稱為RNA誘導沉默復合物(RISC)，其介導具有與siRNA雙鏈體的反義鏈互補的序列的單鏈RNA的裂解。靶RNA的裂解在與siRNA雙鏈體的反義鏈互補的區域中間發生(Elbashir等人，GenesDev.151882001)。此外，RNA干擾還涉及小RNA(如miRNA)介導的基因沉默，可推定是通過調節染色質結構并由此防止靶基因序列轉錄的細胞機制(參見(例如)Allshire,Science2971818-18192002;Volpe等人，Science297:1833-18372002；Jenuwein,Science297:2215_22182002；和Hall等人，Science297:2232_22372002)。這樣，本發明的miRNA分子可用于通過與RNA轉錄物相互作用或者作為另一種選擇通過與特定基因序列相互作用來介導基因沉默，其中這樣的相互作用導致在轉錄或轉錄后水平上的基因沉默。已經在多種系統中研究了RNAi。Fire等人(Nature391:8061998)首次在秀麗隱桿線蟲(C.elegans)中觀察到RNAi。Wianny和Goetz(NatureCellBiol.2701999)描述了在小鼠胚胎中由dsRNA介導的RNAi。Hammond等人(Nature404=2932000)描述了在用dsRNA轉染的果蠅(Drosophila)細胞中的RNAi。Elbashir等人(Nature4114942001)描述了通過將合成的21-核苷酸RNA的雙鏈體引入包括人胚腎和HeLa細胞在內的培養的哺乳動物細胞中而誘導的RNAi。小RNA在控制基因表達中起重要作用。很多發育過程(包括開花)的調節是由小RNA控制的。現在能夠通過使用在植物中產生小RNA的轉基因構建體來以工程手段改變植物基因的基因表達。小RNA似乎是通過與互補RNA或DNA靶序列堿基配對來行使功能的。當與RNA結合時，小RNA或者引發靶序列的RNA裂解或者引發翻譯抑制。當與DNA靶序列結合時，據信小RNA可介導靶序列的DNA甲基化。無論具體機制是什么，這些事件的后果是基因表達受到抑制。據認為，小RNA和它們的RNA靶標之間的序列互補性有助于確定采用了哪種機制(RNA裂解或翻譯抑制)。據信，優選與它們的靶標互補的siRNA通過RNA裂解起作用。一些miRNA與它們的靶基因具有完全或幾乎完全的互補性，并且對于至少一些這樣的miRNA，已經證實了RNA裂解。其他miRNA與它們的靶標具有若干錯配，并且在翻譯水平上明顯抑制了它們的靶標。同樣，無需堅持特定的作用機理，出現了這樣一種一般規律完全或幾乎完全的互補性引起RNA裂解，而當miRNA/靶標雙鏈體含有許多錯配時傾向于翻譯抑制。對于此規律的一個明顯例外是植物中微RNA172(miR172)。miR172的其中一個靶標是APETALA2(AP2)，盡管miR172與AP2具有幾乎完全的互補性，但其表現出引起AP2的翻譯抑制而不是引起RNA裂解。微RNA(miRNA)是已經在動物和植物中都鑒定到的長度為約19至約24個核苷酸(nt)的非編碼RNA(Lagos-Quintana等人，Science294:853-8582001；Lagos-Quintana等人，Curr.Biol.12:735_7392002；Lau等人，Science294:858_8622001；Lee和Ambros,Science294:862_8642001;Llave等人，PlantCell14:1605-16192002；Mourelatos等人，Genes.Dev.16:720_7282002；Park等人，Curr.Biol.121484-14952002；Reinhart等人，Genes.Dev.161616-16262002)。它們是由大小為大約70至200nt的較長的前體轉錄物加工生成的，并且這些前體轉錄物能夠形成穩定的發夾結構。在動物中，涉及加工miRNA前體的酶稱為Dicer，這是一種類核糖核酸酶III蛋白(Grishok等人，Cell10623-342001；Hutvagner等人，Science293:834_8382001；Ketting等人，Genes.Dev.15:2654-26592001)。植物也具有類Dicer酶，即DCLl(以前稱為CARPELFACTORY/SHORTINTEGUMENTS1/SUSPENS0R1)，并且最近有證據表明，其像Dicer—樣，也涉及發夾前體的加工以產生成熟miRNA(Park等人，Curr.Biol.121484-14952002；Reinhart等人，Genes.Dev.161616-16262002)。此外，最近的研究已經清楚地表明，至少某些miRNA發夾前體最初是作為較長的聚腺苷酸化轉錄物存在，并且在單個轉錄物中可以存在幾種不同的miRNA以及相關發夾(Lagos-Quintana等人，Science294:853_8582001；Lee等人，EMBOJ21=4663-46702002)。最近的研究還檢驗了miRNA鏈從dsRNA產物的選擇，所述dsRNA產物是通過DICER加工發夾而產生的(Schwartz等人，2003，Cell115199-208)。看起來，經加工的dsRNA的兩端的穩定性(即GC與AU的含量比，和/或錯配)影響鏈選擇，具有低穩定性的末端更容易因解旋酶活性而解旋。低穩定性末端的5'末端鏈被整合至RISC復合物內，而另一條鏈被降解。微RNA看起來通過與位于由這些基因產生的轉錄物中的互補序列結合來調節靶基因。就lin-4和let-7而言，靶位點位于靶mRNA的3'非翻譯區中(Lee等人，Cell75843-8541993；Wightman等人，Cell75:855_8621993；Reinhart等人，Nature403901-9062000；Slack等人，Mol.Cell5:659_6692000)，并且在lin-4和let_7miRNA與其靶位點之間有幾個錯配。lin-4或let-7miRNA的結合看起來引起了由靶mRNA編碼的蛋白質的穩態水平下調，而不影響轉錄物自身(Olsen和Ambros,Dev.Biol.216:671_6801999)。另一方面，最近有證據表明，在某些情況下，miRNA可以引起靶轉錄物在靶位點內特異性RNA裂解，并且該裂解步驟看起來需要miRNA與靶轉錄物之間具有100%的互補性(Hutvagner禾口Zamore，Science2972056-20602002；Llave等人，PlantCell141605-16192002)。看起來有可能miRNA可以進入至少兩條靶基因調控途徑當靶互補性<100%時，蛋白下調，當靶互補性是100%時，RNA裂解。進入RNA裂解途徑的微RNA與在動物中RNA干擾(RNAi)期間以及在植物中轉錄后基因沉默(PTGS)期間產生的21_25nt短干擾RNA(siRNA)類似(Hamilton和Baulcombe1999；Hammond等人，2000；Zamore等人，2000；Elbashir等人，2001)，并且可能整合進與在RNAi情況中觀察到的復合物類似或相同的RNA-誘導的沉默復合物(RISC)內。用生物信息學鑒定miRNA的靶標在動物中沒有成功，這可能是因為動物miRNA與它們的靶標具有低水平的互補性。另一方面，生物信息學方法已經成功地用于預測植物miRNA的靴標(Llave等人，PlantCelll4:1605_16192002；Park等人，Curr.Biol.121484-14952002;Rhoades等人，Cell110:513_5202002)，因此，看起來植物miRNA與它們的推定靶標的整體互補性高于動物miRNA。植物miRNA的這些預測靶標中的大部分編碼涉及植物發育模式或細胞分化的轉錄因子家族的成員。本發明的重組DNA構建體(包括抑制DNA構建體)優選包含至少一種調控序列。優選的調控序列是啟動子。多種啟動子可用于本發明的重組DNA構建體(及抑制DNA構建體)中。可以根據所需結果來選擇啟動子，并且可以包括用于在宿主生物體中表達的組成型啟動子、組織特異性啟動子、誘導型啟動子或其他啟動子。在35S啟動子控制下的候選基因的高水平組成型表達可以具有多效性。可以在通過不同啟動子驅動時測試候選基因的效率。適用于植物宿主細胞的組成型啟動子包括(例如)Rsyn7啟動子的核心啟動子和在WO99/43838和美國專利6，072，050中公開的其他組成型啟動子；CaMV35S核心啟動子(Odell等人，Nature313810-812(1985))；水稻肌動蛋白啟動子(McElroy等人，PlantCell2163-171(1990))；泛素啟動子(Christensen等人，PlantMol.Biol.12619-632(1989)和Christensen等人，PlantMol.Biol.18:675_689(1992))；pEMU(Last等人，Theor.Appl.Genet.81581-588(1991))；MAS(Velten等人，EMBOJ.32723-2730(1984))；ALS啟動子(美國專利5，659，026)等。其他組成型啟動子包括例如在美國專禾Ij5，608，149、5，608，144、5，604，121、5，569，597、5，466，785、5，399，680、5，268,463,5,608,142和6，177，611中公開的那些以及玉米G0S2(W00020571A2)。在選擇啟動子用于本發明方法時，可能有利的是使用組織特異性啟動子或發育調節啟動子。優選的組織特異性啟動子或發育調節啟動子是這樣的DNA序列，該序列調節DNA序列選擇性地在對雄穗發育、結籽或兩者重要的植物細胞/組織中表達，并限制這種DNA序列只在植物的雄穗發育或種子成熟期間表達。任何引起所需時空表達的可鑒定啟動子都可用于本發明的方法中。種子或胚特異性的并且可用于本發明的啟動子包括大豆Kimitz胰蛋白酶抑制劑啟動子(Kti3,Jofuku和Goldberg，PlantCell11079-1093(1989))、patatin啟動子(馬鈴薯塊蓮)(Rocha-Sosa，M.等人，1989,EMBOJ.8:23_29)、convicilin啟動子、豌豆球蛋白啟動子和豆球蛋白啟動子(豌豆子葉)(Rerie，W.G.等人，1991，Mol.Gen.Genet.259149-157；Newbigin,E.J.等人，1990，Planta180461-470；Higgins,T.J.V.等人，1988，Plant.Mol.Biol.11:683_695)、玉米蛋白啟動子(玉米胚乳)(Schemthaner,J.P.等人，1988，EMBOJ.71249-1255)、菜豆蛋白啟動子(菜豆子葉)(Segupta-Gopalan，C.等人，1985，Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.Α.82:3320_3324)、植物凝集素啟動子(菜豆子葉)(Voelker,Τ.等人，1987，EMBOJ.6:3571_3577)、B-伴大豆球蛋白(conglycinin)啟動子和大豆球蛋白啟動子(大豆子葉)(Chen，Z-L等人，1988，EMBOJ.7:297_302)、谷蛋白啟動子(水稻胚乳)、大麥醇溶蛋白啟動子(大麥胚乳)(Marris，C.等人，1988，PlantMol.Biol.10:359-366)、麥谷蛋白啟動子和醇溶蛋白啟動子(小麥胚乳)(Colot,V.等人，1987，EMBOJ.63559-3564)和sporamin啟動子(甘薯塊根)(Hattori,T.等人，1990,PlantMol.Biol.14595-604)。可操作地連接至嵌合基因構建體中的異源編碼區的種子特異性基因的啟動子在轉基因植物中保持它們的時空表達模式。這樣的實施例包括在擬南芥屬和甘藍型油菜(Brassicanapus)種子中表達腦啡肽的擬南芥2S種子儲藏蛋白基因啟動子(Vanderkerckhove等人，Bio/Technology7:L929_932(1989))、表達熒光素酶的菜豆凝集素和β-菜豆蛋白啟動子(Riggs等人，PlantSci.63:47_57(1989))，以及表達氯霉素乙酰轉移酶的小麥谷蛋白啟動子(Colot等人，EMBOJ6:3559-3564(1987))。可誘導啟動子響應內源性或外源性刺激的存在，例如，通過化合物(化學誘導劑)，或響應環境、激素、化學信號和/或發育信號而選擇性表達可操作地連接的DNA序列。可誘導的或受調控的啟動子包括(例如)受光、熱、脅迫、水澇或干旱、植物激素、創傷或諸如乙醇、茉莉酮酸酯、水楊酸或安全劑之類的化學品調控的啟動子。優選的啟動子包括如下啟動子1)脅迫可誘導的RD29A啟動子(Kasuga等人，1999，NatureBiotechnol.17:287_91)；2)大麥啟動子B22E；B22E的表達是發育中的玉米籽粒中的柄所特異性的("PrimaryStructureofaNovelBarleyGeneDifferentiallyExpressedinImmatureAleuroneLayers(在未成熟糊粉層中差異表達的新大麥基因的一級結構)，，。Klemsdal，S.S.等人，Mol.Gen.Genet.228(1/2):9_16(1991))；和3)玉米啟動子，Zag2("IdentificationandmolecularcharacterizationofZAG1,themaizehomologoftheArabidopsisfloralhomeoticgeneAGAMOUS，，，Schmidt,R.J.等人’PlantCell5(7):729_737(1993))。"Structuralcharacterization,chromosomallocalizationandphylogeneticevaluationoftwopairsofAGAMOUS-IikeMADS-boxgenesfrommaize，，，Theissen等人’Gene156(2):155-166(1995)；NCBIGenBankAccessionNo.X80206))。Zag2轉錄物可以在授粉前5天至授粉后(DAP)7至8天被檢測到，并且引導Ciml在發育中的雌花序心皮中表達，Ciml對發育中的玉米籽粒的籽仁而言是特異性的。Ciml轉錄物在授粉前4至5天至授粉后6至8天被檢測到。其他可用的啟動子包括可源自其表達與發育中的雌小花母系相關的基因的任何啟動子。用于調控本發明的核苷酸序列在植物中表達的其他優選啟動子是莖特異性啟動子。這種莖特異性啟動子包括苜蓿S2A啟動子(GenBank登記號EF030816；Abrahams等人，PlantMolBiol.27:513_528(1995))和S2B啟動子(GenBank登記號:EF030817)等等，將這些文獻以引用的方式并入本文。啟動子可以整個源于天然基因，或者由源于天然存在的不同啟動子的不同元件構成，或者甚至包含合成的DNA片段。本領域內的技術人員應當理解，不同的啟動子可以在不同的組織或細胞類型中，或者在不同的發育階段，或者響應不同的環境條件而引導基因的表達。還應認識到，由于在大多數情況下還不能完全確定調控序列的確切范圍，一些變型的DNA片段可能具有相同的啟動子活性。在多數情況下引起基因在大多數細胞型中表達的啟動子通常稱為“組成型啟動子”。目前不斷在發現可用于植物細胞中的不同類型的新啟動子；在Okamuro，J.K.禾口Goldberg，R.B.，BiochemistryofPlants151-82(1989)的、匯編中可以找到許多實例。優選的啟動子可以包括RIP2、mLIP15、ZmCORURabl7、CaMV35S、RD29A、B22E、Zag2、SAM合成酶啟動子、泛素啟動子、CaMV19S、nos、Adh、蔗糖合成酶啟動子、R-等位基因啟動子、根細胞啟動子、維管組織優選的啟動子S2A(Genbank登錄號EF030816；SEQIDNO76)和S2B(Genbank登錄號EF030817)及來自玉米的組成型啟動子G0S2。其他優選的啟動子包括根優選的啟動子，例如玉米NAS2啟動子、玉米Cyclo啟動子(US2006/0156439，公開于2006年7月13日)、玉米R00TMET2啟動子(W005063998，公開于2005年7月14日)、CRlBIO啟動子(W006055487，公開于2006年5月26日)、CRWAQ81(W005035770，公開于2005年4月21日)和玉米ZRP2.47啟動子(NCBI登錄號U38790，gi1063664)。本發明的重組DNA構建體(及抑制DNA構建體)也可以包括其他調控序列，包括但不限于翻譯前導序列、內含子和多腺苷酸化識別序列。在本發明的另一個優選的實施方案中，本發明的重組DNA構建體還包括增強子或沉默子。內含子序列可以加至部分編碼序列的5’非翻譯區或編碼序列以增加積聚在胞漿中的成熟信息的量。已經顯示，在植物和動物兩者的表達構建體的轉錄單位中包含可剪接內含子可使基因表達在mRNA和蛋白質水平上都增強高達1000倍。參見Buchman和Berg，Mol.CellBiol.8:4395-4405(1988);Callis等人，GenesDev.1:1183_1200(1987)。這種內含子對基因表達的增強通常在將其設置接近轉錄單位的5’端時為最大。玉米內含子Adhl-S內含子1、2和6、Bronze-I內含子的使用是本領域已知的。通常參見TheMaizeHandbook，第116章，Freeling和Walbot(編輯)，Springer，紐約(1994)。如果期望進行多肽表達，則通常希望在多核苷酸編碼區的3'-端處包含有多腺苷酸化區。該多腺苷酸化區可以源自天然基因，源自多種其他植物基因或源自T-DNA。要加入的3'端序列可以源自(例如)胭脂堿合成酶或章魚堿合成酶基因，或作為選擇源自另外的植物基因，或較不優選的是源自任何其他真核基因。“翻譯前導序列”指位于基因啟動子序列和編碼序列之間的DNA序列。翻譯前導序列存在于翻譯起始序列的經完全加工后的mRNA上游。翻譯前導序列可影響mRNA的初級轉錄過程、mRNA穩定性或翻譯效率。翻譯前導序列的實例已經有所描述(Turner，R.和Foster,G.MolecularBiotechnology3:225(1995))。任何植物都可以選擇用來鑒定將用于產生本發明重組DNA構建體和抑制DNA構建體的調控序列和基因。適用于分離基因和調控序列的靶植物的實例應該包括但不限于苜蓿、蘋果、杏、擬南芥屬植物、朝鮮薊、芝麻菜、蘆筍、鱷梨、香蕉、大麥、豆類、甜菜、黑莓、藍莓、椰菜、抱子甘藍、卷心菜、卡諾拉(canola)、香瓜、胡蘿卜、木薯、蓖麻、花椰菜、芹菜、櫻桃、菊苣、芫荽、柑桔類、克萊門氏小柑橘類、三葉草、椰子、咖啡、玉米、棉花、酸果蔓、黃瓜、花旗松、茄子、菊苣、闊葉菊苣、桉樹、茴香、無花果、大蒜、葫聲、葡萄、柚子樹、白蘭瓜、豆薯、獼猴桃、生菜、韭蔥、檸檬、萊檬、火炬松、亞麻子、芒果、甜瓜、黍、蘑菇、油桃、堅果、燕麥、油棕、油菜、秋葵、橄欖樹、洋蔥、橙、觀賞植物、棕櫚、番木瓜樹、歐芹、歐洲防風草、豌豆、桃樹、花生、梨樹、胡椒、棉樹、松樹、菠蘿、車前草、李樹、石榴樹、白楊、馬鈴薯、南瓜、溫柏樹、輻射松、菊苣、蘿卜、油菜、懸鉤子、水稻、黑麥、高粱、南方松、大豆、菠菜、南瓜、草莓、甜菜、甘蔗、向曰葵、甘薯、楓香樹、柑橘、茶、煙草、蕃茄、黑小麥、草皮草、蕪菁、葡萄樹、西瓜、小麥、薯蕷和西葫蘆。用于鑒定調控序列的特別優選的植物是擬南芥屬植物、玉米、小麥、大豆和棉花。優詵的組合物本發明的優選組合物是其基因組中包含本發明的任何重組DNA構建體(包括任何抑制DNA構建體)(例如上面所討論的那些優選構建體)的植物。優選的組合物還包括這種植物的任何子代，以及從這種植物或其子代獲得的種子。子代包括通過植物的自花授粉或異型雜交而獲得的連續世代。子代也包括雜種和自交系。優選地，在雜交種子繁殖的農作物中，成熟的轉基因植物可以自花授粉而產生純合的自交系植物。該自交系植物產生含有新引入的重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)的種子。這些種子可以生長而產生將會表現出改變的農學特性(如，在氮或磷限制條件下農學特性增加)的植物，或者可以用于育種程序以產生雜交種子，這些雜交種子可以生長而產生將會表現出改變的根構造的植物。優選地，種子是玉米。優選地，植物是單子葉植物或雙子葉植物，更優選地，是玉米或大豆植物，甚至更優選的是玉米植物，例如玉米雜種植物或玉米自交系植物。植物還可以是向日葵、高梁、卡諾拉、小麥、苜蓿、棉花、水稻、大麥或黍。優選地，重組DNA構建體穩定地整合進植物的基因組中。尤其優選的實施方案包括但不限于如下優選的實施方案1.在基因組中包含重組DNA構建體的植物(優選玉米或大豆植物)，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%、60%、61%、62%、63%、64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，并且其中所述植物在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。優選地，在與該對照植物比較時，該植物還表現出至少一種農學特性的改變。2.在基因組中包含重組DNA構建體的植物(優選玉米或大豆植物)，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼RTl或RTl樣蛋白，并且其中在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時，所述植物表現出改變的根構造。優選地，在與該對照植物比較時，該植物還表現出至少一種農學特性的改變。優選地，該RTl或RTl樣蛋白來自擬南芥(Arabidopsisthaliana)、玉米(Zeamays)、大豆(Glycinemax)、煙豆(Glycinetabacina)、里予大豆(Glycinesoja)禾口短絨里予大豆(Glycinetomentella)。3.在基因組中包含抑制DNA構建體的植物(優選玉米或大豆植物)，該抑制DNA構建體包含至少一個可操作地連接至源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域的調控元件，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,7172%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8182%,83%,84%,85%,86%、87%、88%、89%、90%、91%、92%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣蛋白，并且其中在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時，所述植物表現出至少一種農學特性的改變。4.在基因組中包含抑制DNA構建體的植物(優選玉米或大豆植物)，該抑制DNA構建體包含至少一個可操作地連接至以下序列的全部或部分的調控元件(a)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO:13、17、19、或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%、60%、61%、62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,9192%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(b)(a)的核酸序列的完全互補序列，并且其中在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時，所述植物表現出至少一種農學特性的改變。5.上述優選實施方案1-4中的植物的任何子代、上述優選實施方案1-4中的植物的任何種子、上述優選實施方案1-4中的植物的子代的任何種子以及來自上述優選實施方案1-4中的植物以及它們的子代的細胞。在上述優選的實施方案1-5或本發明的任意其他實施方案中的任意一項中，重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)優選包含至少一個在植物中有功能的啟動子作為優選的調控序列。在上述優選的實施方案1-5或本發明的任意其他實施方案中的任意一項中，至少一種農學特性的改變是增加或減少，優選增加。在上述優選的實施方案1-5或本發明的任意其他實施方案中的任意一項中，是綠度、產量、生長速率、生物量、成熟時的鮮重、成熟時的干重、果實產量、種子產量、總植物氮含量、果實氮含量、種子氮含量、營養組織的氮含量、總植物游離氨基酸含量、果實游離氨基酸含量、種子游離氨基酸含量、營養組織中的游離氨基酸含量、總植物蛋白質含量、果實蛋白質含量、種子蛋白質含量、營養組織中的蛋白質含量、抗旱性、氮攝取、根倒伏、根穿透以及收獲指數中的至少一種的改變。綠度、收獲指數、產量、生物量、抗根倒伏性、改善的根穿透是用于改變的特別優選的農學特性。此外，這些農學特性優選地相對于對照植物提高。在上述優選的實施方案1-5或本發明的任意其他實施方案中的任意一項中，在與對照植物比較時，植物優選表現出至少一種與(例如)水和營養物質的可利用性無關的農學特性的改變。本領域的普通技術人員熟悉確定植物根構造改變的規程。例如，根構造的改變可以通過統計溫室培育的植物頂部第3或第4節的節根數目或根帶的寬度來確定。根構造改變的其他度量包括但不限于與對照或參照植物比較時活力、生長、大小、產量、改善的根穿透或抗根倒伏性的改變。下面的實施例描述了一些用于檢測根構造改變的代表性規程和技術。人們還可以在多種環境條件(如營養物質過剩或營養物質有限、暴露于昆蟲或疾病)下的田間實驗中，通過測量與正常的營養或水條件比較時在那些條件下基本等價的產量，或者通過測量與對照或參照植物比較時在過剩或有限的營養物質和水的條件下較少的產量下降，從而通過植物保持足夠的產量閾值的能力來評估根構造的改變。根構造的改變可以通過確定轉基因植物較于參照植物或對照植物的抗根倒伏性來測量。改善的根穿透是用于測定根構造中改變的附加量度。在評估或測量其中利用了對照或參照植物的本發明任何實施方案(如，如本文描述的組合物或方法)中的轉基因植物的農學特性或表型時，本領域的普通技術人員將很容易認識到要利用的合適對照或參照植物。例如，通過如下非限制性示例來說明1.轉化植物的子代，該植物對于重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)來說是半合子的，使得該子代分離成包含或不包含該DNA構建體(或抑制DNA構建體)的植株包含該重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)的子代將通常相對于未包含該重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)的子代來進行測量(即，未包含該重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)的子代是對照或參照植株)。2.重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)基因滲入至自交系中，例如在玉米中，或基因滲入進變體中，例如在大豆中基因滲入品系將通常相對于親本自交系或變種品系進行測量(即，親本自交系或變種品系是對照或參照植物)。3.雙雜交系，其中第一雜交系由兩個親本自交系產生，而第二雜交系由相同的兩個親本自交系產生，不同的是其中一個親本自交系含有重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)第二雜交系通常將相對于第一雜交系進行測量(即親本自交系或變種品系為對照植物或參照植物)。4.包含重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)的植株該植株可以相對于這樣的對照植株進行評估或測量，該對照植株不包含重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)，但具有與該植株相當的遺傳背景(例如，與包含重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)的植株相比較，核遺傳物質具有至少90%、91%、92%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性)。存在許多可用于分析、比較和表征植物遺傳背景的基于實驗室的技術；其中這些技術是同工酶電泳、限制性片段長度多態性(RFLP)、隨機擴增多態性DNA(RAPD)、任意引物聚合成酶鏈反應(AP-PCR)、DNA擴增指紋(DAF)、序列特異擴增區域(SCAR)、擴增片段長度多態性(AFLP)和也稱為微衛星的簡單序列重復(SSR)。此外，本領域的普通技術人員將容易認識到，評估或測量轉基因植物的農學特性或表型時合適的對照或參照植物將不包括先前已經針對所需的農學特性或表型，通過誘變或轉化而選擇的植物。優選的方法優選的方法包括但不限于用于改變植物根構造的方法、用于評價植物根構造改變的方法、用于改變植物農學特性的方法、用于評價植物農學特性改變的方法以及用于產生種子的方法。優選地，植物是單子葉植物或雙子葉植物，更優選地，是玉米或大豆植物，甚至更優選地，是玉米植物。植物還可以是向日葵、高梁、卡諾拉、小麥、苜蓿、棉花、水稻、大麥或黍。種子優選的是玉米或大豆種子，更優選的是玉米種子，并且甚至更優選的是玉米雜種種子或玉米自交系種子。特別優選的方法包括但不限于如下方法一種改變植物根構造的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中該多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%,99%或100%的序列同一性；以及(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該重組DNA構建體并且在與未包含該DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。該方法可以另外包括(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物。一種改變植物根構造的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞，該抑制DNA構建體包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至以下序列的全部或部分(i)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%、60%、61%、62%、63%、64%、65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)(a)(i)核酸序列的全長互補序列；以及(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該重組DNA構建體并且在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。該方法可以另外包括(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物。一種改變植物根構造的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞，該抑制DNA構建體包括至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%,51%,52%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,6162%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,7172%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%,100%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣蛋白；以及(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該重組DNA構建體并且在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。該方法可以另外包括(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物。一種評價植物根構造改變的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19、或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8183%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%、99%或100%的序列同一性，(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及(c)評價該轉基因植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。該方法還可以包括(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及(e)評價該子代植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。一種評價植物根構造改變的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該抑制DNA構建體包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至以下序列的全部或部分(i)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%、60%、61%、62%、63%、64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%,99%^100%的序列同一性，或(ii)(a)(i)核酸序列的全長互補序列；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(c)評價該轉基因植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。該方法可以另外包括(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(e)評價該子代植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。一種評價植物根構造改變的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該抑制DNA構建體包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%、90%、91%、92%、93%、94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣蛋白；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(c)評價該轉基因植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。該方法可以另外包括(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(e)評價該子代植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。一種評價植物根構造改變的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19、或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8183%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%、99%或100%的序列同一性，(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及(d)評價該子代植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。一種評價植物根構造改變的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該抑制DNA構建體包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至以下序列的全部或部分(i)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%、60%、61%、62%、63%、64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%、95%、96%、97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)(a)(i)核酸序列的全長互補序列；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(e)評價該子代植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。一種評價植物根構造改變的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該抑制DNA構建體包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%,99%^；100%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣蛋白；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；(c)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(d)評價該子代植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時改變的根構造。一種評價植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、17、19、或21比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8183%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%、99%或100%的序列同一性，(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(c)確定該轉基因植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。該方法還可以包括(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及(e)確定該子代植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。—種評價植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)的抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞，該調控序列可操作地連接至以下序列的全部或部分(i)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDN0:13、16、17或19比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8182%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)所述⑴核酸序列的全長互補序列；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(c)確定該轉基因植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。該方法可以另外包括(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(e)確定該子代植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。一種評價植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該抑制DNA構建體包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%,99%^；100%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl蛋白；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(c)確定該轉基因植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。該方法可以另外包括(d)獲得源自該轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(e)確定該子代植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。一種評價植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該重組DNA構建體包含可操作地連接至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDN0:13、16、17、或19比較時，基于ClustalV比對方法，該多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%、53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8183%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%、99%或100%的序列同一性，(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該重組DNA構建體；以及(d)確定該子代植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。一種評價植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至以下序列的全部或部分(i)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%、51%、52%,53%,54%,55%,56%,57%,58%,59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,8182%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%、98%、99%或100%的序列同一性，或(ii)所述⑴核酸序列的全長互補序列；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(d)確定該子代植物在與未包含該重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。一種評價植物農學特性改變的方法，該方法包括(a)將抑制DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，該抑制DNA構建體包含至少一個調控序列(優選在植物中有功能的啟動子)，該調控序列可操作地連接至源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，在與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%、51%、52%、53%、54%、55%、56%、57%、58%、59%,60%,61%,62%,63%,64%,65%,66%,67%,68%,69%,70%,71%,72%,73%,74%,75%,76%,77%,78%,79%,80%,81%,82%,83%,84%,85%,86%,87%,88%,89%,90%,91%,92%,93%,94%,95%,96%,97%,98%,99%^；100%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl蛋白；(b)在步驟(a)之后從該可再生植物細胞再生轉基因植物，其中該轉基因植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中該子代植物在其基因組中包含該抑制DNA構建體；以及(d)確定該子代植物在與未包含該抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。—種產生種子(優選可以作為提供改變的根構造的產品銷售的種子)的方法，該方法包括任意上述的優選方法，并且還包括從所述子代植物獲得種子，其中所述種子在它們的基因組中包含所述重組DNA構建體(或抑制DNA構建體)。在任意上述的優選方法中，在所述引入步驟中，所述可再生的植物細胞優選包括愈傷組織(優選胚發生的愈傷組織)、配子細胞、分生細胞或未成熟胚的細胞。可再生的植物細胞優選來自自交系玉米植物。在任意上述的優選方法或本發明方法的任意其他實施方案中，所述再生步驟優選包括(i)在包含促進胚發生的激素的培養基中培育所述轉化的植物細胞直至觀察到愈傷組織；(ii)將所述步驟(i)的轉化的植物細胞轉移至包含促進組織機體形成的激素的第一培養基；以及(iii)在第二培養基上繼代培養步驟(ii)后的所述轉化的植物細胞，以允許嫩芽伸長、根發育或這兩者同時發生。將本發明的重組DNA構建體引入植物可以通過任何合適的技術來進行，這些技術包括但不限于引導DNA攝取、化學處理、電穿孔、微注射、細胞融合、感染、病毒介導的DNA轉移、轟擊或農桿菌介導的轉化。在任意上述的優選方法或本發明方法的任意其他實施方案中，至少一種農學特性優選選自由以下特性組成的組綠度、產量、生長速率、生物量、成熟時的鮮重、成熟時的干重、果實產量、種子產量、總植物氮含量、果實氮含量、種子氮含量、營養組織中的氮含量、總植物游離氨基酸含量、果實游離氨基酸含量、種子游離氨基酸含量、營養組織中的游離氨基酸含量、總植物蛋白質含量、果實蛋白質含量、種子蛋白質含量、營養組織中的蛋白質含量、抗澇性、氮攝取、根倒伏、莖桿倒伏、植物高度、穗長以及收獲指數；綠度、收產量、生物量、改善的根穿透、抗根倒伏性是用于改變的特別優選的農學特性(優選所述特性提高)。在任意上述的優選方法或本發明方法的任意其他實施方案中，在與對照植物比較時，植物優選表現出至少一種與環境條件(如，水、營養物質的可利用性、昆蟲或病害)無關的農學特性的改變。將本發明的重組DNA構建體引入植物可以通過任何合適的技術來進行，這些技術包括但不限于引導DNA攝取、化學處理、電穿孔、微注射、細胞融合、感染、病毒介導的DNA轉移、轟擊或農桿菌介導的轉化。優選的技術在下面實施例中示出。用于轉化雙子葉植物(主要通過利用根瘤農桿菌(Agrobacteriumtumefaciens))以及獲得轉基因植物的其他優選方法包括公開的用于棉花的那些(美國專利5，004,863、美國專禾IJ5，159，135、美國專利5，518，908)；用于大豆的那些(美國專利5，569，834、美國專禾Ij5,416,011、McCabe等人，Bio/Technology6923(1988),Christou等人，PlantPhysiol87=671674(1988))；用于蕓苔屬植物(Brassica)的那些(美國專利5，463，174)；用于花生的那些(Cheng等人，PlantCellRep.15653657(1996),McKently等人，PlantCellRep.14=699703(1995))；用于番木瓜的那些；以及用于豌豆的那些(Grant等人，PlantCellRep.15254258，(1995))。用電穿孔、粒子轟擊和農桿菌轉化單子葉植物也已有報道并且作為優選的方法包括(例如)如在天門冬屬(asparagus)中實現的轉化和植物再生(Bytebier等人，Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A.84:5354，(1987))；在大麥中實現的轉化和植物再生(Wan和Lemaux，PlantPhysiol.10437(1994))；在玉米中實現的轉化和植物再生(Rhodes等人，Science240204(1988)；Gordon-Kamm等人，PlantCell2603618(1990)；Fromm等人，Bio/Technology8833(1990)；Koziel等人，Bio/Technology11:194，(1993)；Armstrong等人，CropScience35:550_557(1995))；在燕麥中實現的轉化和植物再生(Somers等人，Bio/Technology10=1589(1992))；在鴨茅中實現的轉化和植物再生(Horn等人，PlantCellRep.7=469(1988))；在水稻中實現的轉化和植物再生(Toriyama等人，Theor.Appl.Genet.205:34，(1986)；Part等人，PlantMol.Biol.3211351148，(1996)；Abedinia等人，Aust.J.PlantPhysiol.24133141(1997)；Zhang和Wu，Theor.Appl.Genet.76:835(1988)；Zhang等人，PlantCellRep.7:379，(1988)；Battraw和Hall,PlantSci.86:191202(1992)；Christou等人，Bio/Technology9:957(1991))；裸麥(DelaPena等人，Nature325:274(1987))；在甘蔗中實現的轉化和植物再生(Bower和Birch，PlantJ.2=409(1992))；在高羊茅(tallfescue)中實現的轉化和植物再生(Wang等人，Bio/Technology10=691(1992))和在小麥中實現的轉化和植物再生(Vasil等人，Bio/Technology10:667(1992)；美國專利5，631，152)。存在多種用于從植物組織再生植物的方法。再生的具體方法將取決于起始植物組織以及待再生的具體植物物種。從單植物原生質體轉化體或從多種經轉化的外植體再生、發育和培育植物是本領域所熟知的(Weissbach禾口Weissbach(編輯)，載于MethodsforPlantMolecularBiology,AcademicPress,Inc.SanDiego,CA,(1988))。該再生和生長方法通常包括如下步驟選擇轉化的細胞、培養這些單獨化的細胞通過胚發育的通常階段以及通過生根小植株階段。轉基因胚以及種子以類似的方式再生。隨后將所得的轉基因的生根小苗種植在諸如土壤之類的合適植物生長培養基中。含有編碼所關注蛋白質的外來的外源性分離核酸片段的植物的發育或再生是本領域所熟知的。優選地，將再生的植物進行自花授粉以產生純合的轉基因植物。或者，將得自再生植物的花粉與農學上重要的品系的產生種子的植株進行雜交。相反，將來自這些重要品系的植物用于給再生植物授粉。利用本領域技術人員所熟知的方法培育含有所需多肽的本發明的轉基因植物。實施例本發明將在下面的實施例中進一步說明，其中份數和百分比是以重量計并且度數是攝氏度，除非另外說明。應該理解，盡管這些實施例說明了本發明的優選實施方案，但僅是以例證的方式給出的。根據上面的論述和這些實施例，本領域的技術人員能確定本發明的基本特征，并在不脫離本發明的精神和范圍的情況下，能夠對本發明做出多種改變和修飾，以使其適用于多種用法和條件。因此，除了那些本文所示和描述的那些之外，根據前文所述，本發明的各種修改形式對本領域的技術人員來說將是顯而易見的。這些修改形式也旨在屬于附加的權利要求書的范圍內。實施例1rtl表型、根倒伏和根穿透的分析rtl純合體植物的表型是可變的，取決于生長條件。如圖2(^至(所示，田間生長的rtl植物具有非常強的根系損耗，并且顯示顯著的根倒伏表型，然而在溫室或水栽條件下生長的植物僅顯示中等的根構造改變。當rtl植物在溫室中使用從田間收集的硬土生長時，它們仍然顯示根系損耗(圖20c)，指示rtl位點是冠狀根穿透土壤和根與土壤交互作用必需的。rtl突變體不能穿透硬土。抗根倒伏性可根據在多種田間條件下的機械擾動進行測量，如抗垂直根拉伸(Beck等人(1987)；CropSci.27:356_358)、抗機械推力(Kato等人(1999)Maydica44，167-174)或由Fouere描述的便攜式電子設計(Fouere等人(1995)，AgronomyJ.871010-1024。該設計由便攜式電子裝置組成，它測量每個植物的抗水平推力。該設備同時記錄人造推力測試期間植物的傾斜角度和阻力扭矩。該裝置由支撐件、力傳感器、角度傳感器、和控制頭組成。通過使用基于微處理器的系統，可進行數據記錄。使用RS232串行傳送規程可將數據傳送到計算機上。在田間條件下測試所需的時間為每株植物大約1分鐘。從在三種田間環境中生長的14個玉米基因型中獲取的初步結果顯示易發生根倒伏的基因型特征在于它們的最大阻力扭矩的平均值較低。例如通過比較RTl轉基因植物和野生型植物在不同土壤類型中(例如耕作過的土壤對未耕作過的土壤)的出苗和/或植物生長可測量根穿透到土壤中的狀況。未耕作過的土壤對根穿透具有更高抗性，因此減少出苗以及隨后的植物生長。土壤類型可通過例如使用錐形透度計測量尖端阻力、套管摩擦力和/或孔隙水壓力進行測量。可在植物生長的不同階段進行測量，并記錄RTl轉基因品系和非轉基因(野生型)品系之間的根穿透土壤的速率差異。實施例2基于作圖的RTl的克降來源于Maize⑶B(MaizeGeneticsandGenomicsDatabase)的遺傳數據顯示在玉米染色體3bin04上的rtl突變體圖譜。基于此信息我們從公共數據庫中檢索若干個SSR引物并將它們用于基因型88rtl植物，該植物來源于在原始rtl品系(未知發明背景，JenkinsMΤ,1930)和雜交品系Β73之間的F2組合。對純合rtl/rtl植物進行評分，評分根據當在田間生長30天或更長時間時的倒伏植物狀況。用標準的分子生物學方法從這些植株提取DNA。發現公共的基于PCR的DNASSR標記UMC1908(Maize⑶B)距離rtl位點1.7cM(在88個個體上的3個重組體)。為了對rtl突變精細作圖，利用分離rtl基因的兩個作圖群體和它們的對應玉米種子。第一個作圖群體由1500種BC2S1植物組成，所述植物來源于rtl植物(來源于隔離rtl位點的上述F2群體)和自交品系B73(分離比率31)間的自交。第二個作圖群體由520種植物組成，所述植物來源于上述雜交與rtl植物、雜交親本(分離比率11)的回交。為了獲取遞送重組體靠近rtl位點的植物，使用兩個基于序列的DNA標記，它們來自已知圖譜位置的杜邦專有序列。引物MZA8757-F81(SEQIDNO1)和MZA8757-R593(SEQIDNO2)用于擴增和測序Mza8757標記位點，該位點遞送在rtl親本和B73親本之間的SNPA/C。引物MZA15417-F132(SEQIDNO3)和MZA15417-R607(SEQIDNO4)用于擴增和測序Mza5417標記位點，該位點遞送在rtl親本和B73親本之間的SNPA/G。兩個標記位于名為306(杜邦Genomix數據庫)的物理BAC重疊群上。僅僅保留并自交了62種顯示在兩個側接標記間的存在雜交事件(在一個標記處為純合體，在另一個標記處為雜合體)的植物。為了確認rtl基因相對于側接標記的位置，隨后篩選那些植物的子代的表型。使用可用的物理定位的MZA序列和BAC的BAC末端序列設計新CAPS(CleavedAmplifiedPolymorphicSite)標記，該BAC構建圍繞有標記Mza15417(左側)和Mza8757(右側)的重疊群306區域。將CAPS引物用于包含25ngDNA的PCR反應中。使用QiagenHotStart混合物和25ngDNA在25ulPCR反應物中進行CAPS標記擴增。熱循環條件是在95°C下15分鐘(1個循環)，在94°C下45秒，在56°C下45秒，在72°C下45秒(35個循環)，在72°C下7分鐘。將3ul擴增產物用于使用合適限制性酶的限制消化(總體積15ul)。在合適溫度下進行限制反應一小時。限制性擴增產物在3%瓊脂糖凝膠上進行檢查。基于克隆BACb0541.cl3的BAC末端序列設計CAPS標記b0541(b0541正向引物，SEQIDNO:5，和b0541反向引物，SEQIDNO:6)。該引物對擴增250bp的區域，該區域經6-切割酶EcoRI限制酶切后在B73和rtl之間顯示多形性。CAPS標記b0461(b0461正向引物，SEQIDNO:7，和b0461反向引物，SEQIDNO:8)基于克隆BACb0461.gl0的BAC末端序列進行設計。該引物對擴增約350bp的區域，該區域經6-切割酶NcoI限制酶切后在B73和rtl之間顯示多形性。通過篩選62個之前獲取的具有CAPSb0541的重組體，僅僅發現了3個重組發生點，然而使用CAPSb0461，2個重組體在另一側被發現。BACb0541.cl3和BACb0461.glO以及具有可用的指紋識別數據的公共BAC克隆顯示有重疊。實施例3RTl基因的鑒定為了鑒定定位于包含兩個重疊BAC克隆的區域中的RTl基因，對BACb0541.cl3進行測序。用高壓氮氣噴吹BACDNA,如Roe等人，1996(Roe等人，1996,"DNAisolationandSequencing，，JohnWileyandSons,NewYork)中所描述的。搜索所評估的165Kb的BACb0541.cl3序列是否存在開放閱讀框，并且鑒定顯示與基于由FGENESH(Softberry，Inc.MountKisco,NY,USA)執行的預測模型的基因相似的4個區域。具體地講，考慮對一個顯示與“推定乙烯響應蛋白”同源的候選基因進行進一步評估。來源于BACb0541.cl3(B73基因型)的基因序列顯示為SEQIDNO:9(RTl乙烯響應基因7800bp)，并且在圖1中，從來自B73品系和rtl品系的發育玉米根中提取總RNA，使用獲取自LifeTechnologiesInc.，Rockville,MD，20849(GIBC0-BRL)的TRIazol試劑，它包含苯酚和硫氰酸胍。用cDNA進行RT-PCR，cDNA用SuperscriptIII(Invitrogen,Carlsbad,CA)逆轉錄酶從1μgDNase處理的總RNA中合成。PCR在PerkinElmer9700熱循環儀中進行，使用GC_2Advantage試劑盒(BDBiosciences)，PCR程序為94°C3分鐘，接下來的27個循環為94°C30秒，58°C30秒，68°C1分鐘，最終步驟為68°C3分鐘。在PCR反應中使用基于圖1中所述的基因組序列，SEQIDNO:9，設計的引物，它們分別對RTl(RTl3006F(SEQIDNO10)和RT17631R(SEQIDNO11)的5，和3，末端是特異性的。僅有B73野生型品系生成PCR產品，這指示rtl品系缺失RTlmRNA，證實缺失RTl轉錄物是形成rtl表型的原因。將PCR產物克隆進pPCRII-Topont載體(Invitrogen)中并測序以確認身份。RTl的B73cDNA在SEQIDNO12中示出。由SEQIDNO12的核苷酸50至1382(終止密碼子)編碼的RTl氨基酸序列在SEQIDNO13中示出。實施例4克隆RTlcDNA總RNA可使用TRIazol試劑從發育玉米中提取，該試劑得自LifeTechnologiesInc.，Rockville,MD，20849(GIBC0-BRL)，包含苯酚和硫氰酸胍。用mRNA純化試劑盒從總RNA純化出多聚腺苷酸mRNA，該mRNA純化試劑盒得自AmershamPharmaciaBiotechInc，Piscataway,NJ，08855，其由寡脫氧胸苷酸纖維素離心柱構成。為了制備cDNA文庫，將5.5ugpoIyARNA用于cDNA合成試劑盒，該試劑盒獲取自Stratagene，LaJolla,CA，92037。Superscript逆轉錄酶可獲取自LifeTechnologiesInc.，Rockville,MD,20849(GIBCO-BRL)。BRLcDNASizeFractionColumns(GIBCO-BRL)可用于按大小分離cDNA，所得片段可進行沉淀、重懸并與lugUni-ZAPXR載體連接。在連接后，可將它包裝到GigapackIIIGold包裝提取物中，該提取物得自Stratagene，LaJolla，CA，92037。可估計未擴增的文庫滴度。可使用合適的量用于擴增目的以制備擴增cDNA。按照本領域的技術人員熟知的標準規程篩選RTlcDNA(Ausubel等人，1993，“CurrentProtocolsinMolecularBiology，，JohnWiley&Sons,USA,或Sambrook等人，1989.MolecularCloning:ΑLaboratoryManual.ColdSpringHarborLaboratoryPress)。簡而言之，可將1.5XIO6個噬菌體克隆鋪板，然后轉移到尼龍膜上，然后將其用放射性標記的RTl探針進行雜交。分離陽性克隆，并用RTl特異性引物通過PCR檢查它們的特性是否和RTlcDNA相同。分離提供PCR反應陽性結果的最長cDNA克隆并進行測序。實施例5乙烯誘導RTl基因經由PLACE數據庫(Higo等人，(1999)NucleicAcidsRes.27，297-300)進行的RTl基因啟動子分析揭示了兩個ERELEE4乙烯響應元件(TTTGAATTT和TTTGAAAT)存在。為了確定是否RTl基因受乙烯處理誘導，B73幼苗在紙卷中生長11天，光室中濕度60%，溫度28°C，光周期為16h光照，8h黑暗，然后將其轉移到1.5X10-4M乙烯利溶液中(SigmaAldrich)。對照植物在蒸餾水中生長。在暴露于乙烯以后0、1、2.5和4小時時從初生根中分離RNA，并且在相同時間點從對照植物中也分離RNA。用RTl特異性寡核苷酸引物(4405F，SEQIDNO:14，和etr4Rnew，SEQIDNO15)進行PCR反應。組蛋白2A(GenebankAAB04687)用作對照物。圖2顯示RTl基因在處理2.5小時時的誘導。實施例6RTl基因的基因確定編碼用于改變根構造的RTl分離核酸片段的基因確定可通過用分離RTl克隆序列轉化rtl突變體完成。來自其它谷類的RTl同源物也能在此體系中進行測試，測試通過獲取全長基因序列、連接到合適的啟動子如RTl啟動子并與玉米rtl突變體互補。為了確定RTl基因可能的組織特異表達，可通過RNA印跡分析和原位雜交分析不同組織中是否存在RTl轉錄物。本領域的技術人員可用的一種轉化DNA進入高等植物細胞的方法是高速彈道轟擊，該方法使用涂覆有所關注的核酸構建體的金屬粒子(參見Klein等人，Nature(1987)(London)327:70-73，以及參見美國專利公開4，945，050)。一種BiolisticPDS-1000/He(BioRADLaboratories,Hercules,CA)可用于這些互補實驗。可將粒子轟擊技術用于轉化RTl突變體，轉化使用編碼功能性RTl蛋白的克隆RTl野生型序列[SEQIDNO12的核苷酸50至1382(終止)]。來自吸水鏈霉菌的細菌潮霉素B磷酸轉移酶(HptII)基因可用作玉米轉化的選擇性標記，該基因賦予對抗生素潮霉素的抗性。在載體pML18中，HptII基因能與來自花椰菜花葉病毒的35S啟動子和來自根癌土壤桿菌的章魚堿合酶基因的終止和聚腺苷酸化信號進行工程化處理。PML18在WO97/47731中描述，它公布于1997年12月18日，其公開內容以引用方式并入本文。衍生的玉米胚性愈傷組織培養物就轉化實驗而言起到源極材料的作用。該材料能通過無菌玉米種子發芽生成，種子在愈傷組織誘導培養基(MSsalts,Nitsch和Nitsch維生素，1.0mg/l，2，4-D和10μMAgNO3)中，在暗處、27_28°C條件下培養。然后將從胚芽盾片中增生的胚性愈傷組織轉移到CM培養基中(N6salts，Nitsch和Nitsch維生素，lmg/1,2,4-D，Chu等人，1985，Sci.Sinica18:659_668)。愈傷組織培養物通過每兩周的常規傳代培養在CM上維持，在誘導10周內用于轉化。可制備愈傷組織用于轉化，所述制備通過傳代培養0.5-1.Omm切片，每片距離大約1mm，排列于直徑約4cm的圓形區域中，在圓形區域的中心將Whatman#541濾紙置于CM培養基上。帶愈傷組織的平板在暗處，27-28°C下培養3-5天。在轟擊前，將帶愈傷組織的過濾器轉移到補充了0.25M甘露糖醇和0.25M山梨醇的CM中，暗處培養3小時。然后在無菌紗布中將培養皿蓋子保持微開狀態20-45分鐘以去除組織上的水分。每個基因組DNA片段與pML18共沉淀，它包含用于玉米轉化到金顆粒表面上的選擇性標記。為了完成此步驟，將總計10μgDNA，以21的特定DNA選擇性標記DNA比率加入到50mL金顆粒的等分試樣中，使其濃度為以60μgmL—1的濃度重懸金顆粒。然后將氯化鈣(50μL的2.5Μ溶液)和亞精胺(20μL的0.IM溶液)加入到金-DNA懸浮液中，將管渦旋3分鐘。金顆粒在微量離心機中離心1秒鐘，移除上清液。然后用ImL純乙醇洗滌兩次，隨后重懸于50mL純乙醇中并超聲處理(水浴式超聲波破碎儀)一秒鐘以分散金顆粒。將金懸浮液在_70°C培養五分鐘，如需要的話進行超聲處理(水浴式超聲波破碎儀)以分散顆粒。然后將六mL涂覆有DNA的金顆粒加到聚酯薄膜大載體盤上并使得乙醇蒸發。在干燥末期，將包含組織的培養皿置于PDS-1000/He腔室中。然后將該腔室中的空氣抽出至28-29英寸汞柱的真空。利用在擊波管中氦氣壓力達到1080-1100psi時破裂的可破裂膜，宏載體被氦氣沖擊波加速。將組織置于距離停止篩網大約8cm處，將所述愈傷組織轟擊兩次。這樣二至四個平板的組織用涂覆有DNA的金顆粒轟擊。在轟擊后，將愈傷組織轉移到未補充山梨醇和甘露糖醇的CM培養基中。在轟擊后3-5天內，將愈傷組織轉移至SM培養基(包含50mg/l潮霉素的CM培養基)。為了完成此步驟，將愈傷組織從板中轉移到無菌50mL圓錐管中并稱重。加入40°C的熔化頂層瓊脂，使用2.5mL頂層瓊脂/IOOmg愈傷組織。將愈傷組織塊破碎成直徑小于2mm的碎片，這通過重復分配通過IOmL吸移管。將3mL愈傷組織懸浮液的等分試樣鋪板于新制SM培養基上，并將板在27-28°C暗培養4周。在4周后，鑒定轉基因愈傷組織事件，并將其轉移到新制SM板上，在27-28°C條件下暗處另外培養2周。然后將生長的愈傷組織轉移到RMl培養基(MS鹽，Nitsch和Nitsch維生素，2%蔗糖，3%山梨醇，0.4%固化劑(gelrite)+50ppmhygB)，在25°C下暗培養2周。在2周后，將愈傷組織轉移到冊2培養基(MS鹽，Nitsch和Nitsch維生素，3%蔗糖，0.4%固化劑(gelrite)+50ppmhygB)并置于冷白光下(40μEmH，光周期為12小時，溫度為25°C，濕度為30-40%。在光下培養2-4周后，愈傷組織開始形成有機體并出苗。將苗從圍繞的愈傷組織/培養基中移除并輕輕轉移到冊3培養基(1/2XMS鹽，Nitsch和Nitsch維生素，蔗糖+50ppm潮霉素B)，phytatray中(SigmaChemicalCo.，St.Louis,MO)，可使用如上述步驟所述相同條件繼續培養。在2-3周后，當植物已經長出足夠的根和苗后，可將植物從RM3轉移到包含Metromix350的4〃罐中。可檢查從轉基因植物中獲取的種子用于RTl突變與包含RTl基因的野生型基因組DNA的遺傳互補。實施例7表征編碼RTl同源物的cDNA克降使用來自表1中列出的克隆的EST序列進行的BLASTX搜索揭示由ORF編碼的多肽與來自大米和擬南芥的蛋白的相似性。編碼來自大米的最接近多肽RTl同源物的核苷酸序列在SEQIDNO16中示出，并且對應的氨基酸序列在NCBIGeneralIdentifierNo115434026，SEQIDN0:17)中示出。編碼來自擬南芥的最接近多肽RTl同源物的核苷酸序列在SEQIDNO:18中示出，并且對應的氨基酸序列在NCBIGeneralIdentifierNo15217667，SEQIDN0:19)中示出。來自大米和擬南芥的蛋白可分別定位于0s01g01600(TIGR)和Atlg27660(TAIR)。表1和表2中所示的分別為單獨的EST(“EST”)的文獻和專利BLAST結果、包含標明的cDNA克隆的整個cDNA插入物的序列(“FIS”)，由兩個或更多個EST裝配而成的重疊群序列(“Contig”)，由FIS和一個或更多個EST裝配而成的重疊群序列(“Contig*”)，或編碼源自FIS、重疊群或FIS和PCR的整個蛋白質的序列(“CGS”)。也示出了編碼RTl及其同源物的序列的百分比同一性。BLAST結果(f獻)和編碼RTl及1；同源物的序歹U的百分比同一件。序列B73-RT1B73-RT1(SEQIDNO:12)(SEQIDNO:13)狀況cgs蛋白質BLASTpLOG得分，對SEQIDNO:49Ν/Α116)BLASTpLOG得分，對NCBIGINo:37Ν/Α15217667(SEQIDNO:18)%同一性Ν/Α39.7對NCBIGINo:115434026(SEQIDNO:17)%同一性Ν/Α26.0對NCBIGINo:15217667(SEQIDNO:19)ιN/A=不適用。使用玉米RTl序列(SEQIDNO12)進行的BLASTX搜索揭示了它與來自水稻(GINo.115434026，SEQIDNO17)和擬南芥(GINo.15217667SEQIDNO19)的RTl同源多肽的相似性，表1和2中示出的是單個EST(“EST”)、包含標明的cDNA克隆(“FIS”)的整個cDNA插入序列的序列、由兩個或更多個EST裝配的重疊群序列、FIS或PCR序列(“重疊群”)、或編碼來源于FIS或重疊群(“CGS”)的完整或功能性蛋白的序列的BLAST結果編碼RTl同源多flt的序歹Il的BLAST結果(專利)。<table>tableseeoriginaldocumentpage43</column></row><table>用LASERGENE生物信息計算包(DNASTARInc.，Madison,WI)的Megalign程序進行序列比對和百分比同一性計算。用帶默認參數(空位罰分=10，空位長度罰分=10)的Clustal比對方法(Higgins和Sharp，1989，CABIOS.5:151_153)進行序列的多重比對。使用Clustal方法的成對比對的默認參數為KTUPLE1，空位罰分=3，窗口=5，DIAGONALSSAVED=5。在杜邦專有數據庫中存在另外一種玉米RTl同源物。玉米克隆cfp7n.pk6.i3(SEQIDNO:20編碼RTl樣蛋白(SEQIDNO:21)，該蛋白基于Clustal比對方法具有與B73RT1蛋白(SEQIDN0:13)47.2%的同一性。玉米RTl蛋白和大米、擬南芥以及來自克隆cfp7n.pk6.i的氨基酸序列(SEQIDNO13；17、19、和21)的玉米同源物的比對在圖3A至3B中示出。在所有四個序列中兩個序列基序(基序I，SEQIDNO:22，和基序II，SEQIDNO23進行比對)是高度保守的，并且在比對中用下劃線標出。實施例8擬南芥RTl樣基因的敲除分析為了限定擬南芥中RTl基因的功能，可從SalkInstituteGenomeAnalysisLaboratory(SIGnAL)數據庫中檢索在Atlg27660位點(參見實施例7)中包含T-DNA插入序列的若干敲除品系。具體地講，可檢索并種植來自兩個品系Salk102156和Salk001968的種子，所述品系分離在所述基因的第二個內含子中存在的T-DNA插入序列。可使用側接T-DNA插入序列的引物，按照數據庫提供的說明確定幼苗基因型，并且可使用軟件WinRHIZO(RegentInstrumentsInc)確定在純合體狀態包含T-DNA插入序列的植物根的基因型。WinRHIZO是一種圖像分析系統，特定設計用于根測量，它在像素中使用對照以從較暗背景中辨別較亮的根(也參見實施例21)。實施例9泡丨備含有RTl基因或同勿的棺4勿表達裁體可以使用諸如BLAST(基本的局部比對搜索工具(BasicLocalAlignmentSearchTool)；Altschul等人，J.Mol.Biol.215:403_410，1993；也參見美國國家衛生研究院(NationalInstitutesofHealth)國立醫學圖書館(NationalLibraryofMedicine)的國家生物技術信息中心(NationalCenterforBiotechnologyInformation)的萬維網網址上對BLAST算法的解釋)之類的序列比較算法，鑒定與RTl基因同源的序列。RTl基因(SEQIDNO12)或RTl樣基因(例如SEQIDNO20中所公開的基因)可以通過如下方法中的任一種來進行PCR擴增。方法1(基于RNA的方法)基于RTl(從SEQIDNO12的核苷酸50延伸至1382)或RTl同源物(例如從SEQIDNO20的核苷酸83延伸至1540的序列)的蛋白編碼區的5’和3’序列信息，可設計基因特異性引物。可以將RT-PCR用于植物RNA來獲得含有RUM1蛋白編碼區的核酸片段，該RTl蛋白編碼區旁側為attBl(SEQIDNO24)和attB2(SEQIDNO25)序列。引物可以含有起始密碼子上游的共有Kozak序列(CAACA)。方法2(基于DNA的方法)作為另外一種選擇，可PCR擴增編碼RTl(SEQIDNO12或多肽同源物(如SEQIDN0:20編碼的RTl同源物)的克隆的完整cDNA插入序列(包含5’和3’非編碼區)。可以設計正向引物和反向引物，使它們分別或者含有attBl序列和在該cDNA插入序列前面的載體特異性序列或者含有attB2序列和在該cDNA插入序列后面的載體特異性序列。對于克隆進載體pBluescriptSK+中的cDNA插入序列，可以使用正向引物VC062(SEQIDNO26)和反向引物VC063(SEQIDNO:27)。方法1和方法2可以根據本領域技術人員已知的步驟進行修改。例如，方法1的引物可以含有限制性酶切位點而不是attBl和attB2位點，用于后來將PCR產物克隆進含有attBl和attB2位點的載體內。另外，方法2可以涉及從cDNA克隆、λ克隆、BAC克隆或基因組DNA擴增。可以利用BP重組反應將通過任一種上述方法獲得的PCR產物與Gateway供體載體(例如pD0NR/Zeo(Invitrogen,圖5；SEQIDNO28)或pD0NR221(Invitrogen,圖6;SEQIDNO29)組合。這種方法將細菌致死ccdB基因以及氯霉素抗性基因(CAM)從該供體載體移除并定向地克隆了該在旁側具有attBl和attB2位點的PCR產物而得到入門克隆(entryclone)0利用InvitrogenGatewayClonase技術，可隨后將該入門克隆的RTl或RTl樣基因轉移至合適的目的載體以獲得用于大豆和玉米的植物表達載體，例如分別是PHP27840(圖7；SEQIDNO30)或PHP23236(圖8；SEQIDNO31)。作為另外一種選擇，可以進行多個入門克隆和合適的目的載體之間的MultiSiteGatewayLR重組反應以產生表達載體。這類反應的一個例子在實施例14中有所描述，該實施例描述了用于轉化玉米品系的玉米表達載體的構建。實施例10泡丨備大豆表達裁體并用RTl為了檢查所得表型，可轉化大豆植物以過表達RTl和其同源物，例如SEQIDN020中示出的RTl樣基因。可以將實施例9中所述的入門克隆用于將每個基因定向克隆進PHP27840載體(圖7，SEQIDNO30)中，使得該基因的表達處于SCPl啟動子的控制下。然后可以用包含編碼本多肽的序列的表達載體轉化大豆胚。為了誘導體細胞胚，可以將子葉(長度為3_5mm，從大豆品種A2872的表面滅菌的未成熟種子解剖出來)于26°C在光下或黑暗下培養6-10周。然后切取體細胞胚(其產生次生胚)并將其置于合適的液體培養基內。在重復選擇增殖為早期球形階段胚的體細胞胚的簇后，按下面的描述保持該懸浮液。可以將大豆胚發生懸浮培養物在26°C下在搖床(150rpm)上的35mL液體培養基中保持，熒光光照采用168小時(白天/黑夜)的時間表。通過將大約35mg組織移植進35mL液體培養基中，每兩周將培養物進行繼代培養。然后可以通過基因槍轟擊方法(Klein等人，Nature(London)327=70-73,1987；美國專利4，945,050)轉化大豆胚發生懸浮培養物。杜邦公司的BioliSticTMPDS1000/HE儀器(氦氣改進型)可以用于這些轉化。可用于幫助大豆轉化的可選標記基因是由來自花椰菜花葉病毒的35S啟動子(Odell等人，Nature313:810_812，1985)、來自質粒pJR225(來自大腸桿菌；Gritz等人，Gene25:179_188，1983)的潮霉素磷酸轉移酶基因以及胭脂堿合成酶基因的3'區構成的嵌合基因，該胭脂堿合成酶基因來自根瘤農桿菌(Agrobacteriumtumefaciens)Ti質粒的T-DNA。可用于幫助大豆轉化的另一種可選標記基因是來自大豆或擬南芥屬的除草劑抗性乙酰乳酸合成酶(ALS)基因。ALS是支鏈氨基酸纈氨酸、亮氨酸和異亮氨酸的生物合成中的第一共用酶。已經鑒定出ALS中的突變導致對三類ALS抑制劑中的某些或全部具有抗性(美國專利5，013，659；藉此將其全部內容以引用的方式并入本文)。除草劑抗性ALS基因的表達可以處于SAM合成酶啟動子(美國專利申請NO.US-2003-0226166-A1；藉此將其全部內容以引用的方式并入本文)的控制下。將如下物質(依次)加入50μL60mg/mL的1μm金顆粒懸浮液5μLDNA(1μg/μL),20μL亞精胺(0.1Μ)和50μLCaCl2(2.5Μ)。然后攪拌該顆粒制備物三分鐘，在微量離心機(microfuge)中離心10秒并移除上清液。然后將DNA包覆的顆粒在400μL70%乙醇中洗滌一次并再懸浮于40μL無水乙醇中。可以將DNA/顆粒懸浮液用超聲波處理三次，每次一秒鐘。然后將5μL該DNA-包覆的金顆粒裝載至每個宏載體盤上。將大約300_400mg兩周大的懸浮培養物置于60X15mm的空培養皿中并用吸管將殘留的液體從組織移除。對于每次轉化實驗，大約5-10板的組織受到正常轟擊。膜破裂壓力設定為IlOOpsi并將腔室抽成28英寸汞柱的真空。將組織置于離阻擋網大約35英寸的地方并轟擊三次。轟擊后，可以將組織分成兩份并放回液體培養基中，如上所述進行培養。轟擊后五至七天，用新鮮培養基更換該液體培養基，并在轟擊后七至十二天，用含有50mg/mL潮霉素的新鮮培養基更換。可以每周更換這種選擇培養基。轟擊后七至八周，可以觀察到綠色的轉化組織從未轉化的壞死的胚發生簇長出來。移出分離的綠色組織并將其移植進單獨的燒瓶中以產生新的、無性繁殖的、轉化的胚發生懸浮培養物。可以將每一新品系當成是獨立的轉化事件。然后可以將這些懸浮培養物作為未成熟胚進行繼代培養和維持，或者通過使單獨體細胞胚成熟并萌發而再生成整株植株。可以通過在土壤中栽培植株并在分析總根量前洗滌根來測量大豆增強的根構造，該測量使用界inRHIZO(RegentInstrumentsInc)軟件，該軟件是專門設計用于根測量的圖像分析系統。V/mRHIZO利用像素對照來從較暗的背景辨別出根構造。然后可以分析用RTl基因轉化的大豆植株以研究相對于對照或參照植株的農學特性，例如，在多種環境條件(如氮限制條件、干旱等)下的氮利用效率、產量增強和/或穩定性。實施例11fflRTl細禾口細應絲規絲可以轉化玉米植株以過表達RTl和RTl樣基因，以便檢驗所得的表型。可以將實施例9中所述的Gateway入門克隆用于將每種基因定向克隆進玉米轉化載體中。玉米基因的表達可以處于組成型啟動子的控制下，例如玉米泛素啟動子(Christensen等人，PlantMol.Biol.12:619_632，1989，以及Christensen等人，PlantMol.Biol.18675-689,1992)。然后可以通過下面的方法將上述重組DNA構建體引入玉米細胞中。可以從源于自交玉米系H99和LH132雜交的發育中的穎果切取未成熟的玉米胚。在授粉后10至11天分離胚，這時它們長為1.O至1.5mm。然后將胚以軸線側朝下放置并與瓊脂糖硬化的N6培養基(Chu等人，Sci.Sin.Peking18=659-668,1975)接觸。將胚在27°C下保持在黑暗中。從這些未成熟胚的胚鱗增生出易脆的胚發生愈傷組織，該愈傷組織由未分化的細胞塊構成，在胚柄結構上長有體細胞原胚狀體和胚狀體。可以將從該原外植體分離的胚發生愈傷組織在N6培養基上培養，并每兩至三周在這種培養基上進行繼代培養。可以將質粒p35S/Ac(得自PeterEckes博士，HoechstAg,Frankfurt,Germany)用于轉化實驗以變提供可選標記。該質粒含有pat基因(見歐洲專利公布0242236)，該基因編碼膦絲菌素乙酰轉移酶(PAT)。酶PAT賦予對除莠谷氨酰胺合成酶的抑制劑(膦絲菌素)的抗性。p35S/Ac的pat基因處于來自花椰菜花葉病毒的35S啟動子(Odell等人，Nature313:810-812(1985))和胭脂堿合成酶基因的3'區的控制下，該胭脂堿合成酶基因來自根瘤農桿菌Ti質粒的T-DNA。可以將基因槍方法(Klein等人，Nature327:70_73(1987))用于將基因轉移至愈傷組織培養細胞。根據該方法，利用下面的技術用DNA包覆金顆粒(直徑1μm)。將IOyg質粒DNA加至50μL金顆粒懸浮液(每mL60mg)中。將氯化鈣(50μL的2.5Μ溶液)和亞精胺游離堿(20μL的1.OM溶液)加至該顆粒。再加入這些溶液過程中渦旋該懸浮液。10分鐘后，將試管粗略地離心(以15，OOOrpm進行5秒鐘)并移除上清液。將該顆粒再懸浮于200μL的無水乙醇中，再次離心并移除上清液。再次進行乙醇沖洗并將顆粒再懸浮于終體積為30yL的乙醇中。可以將DNA包覆的金顆粒等分試樣(5μL)置于Kapton飛行圓盤(Bio-RadLabs)的中心。然后使用BlollstlCPDS-1000/He(Bio-Radlnstruments，HerculesCA)，采用IOOOpsi的氦氣壓、0.5cm的間隙距離以及1.Ocm的飛行距離，將顆粒加速射入玉米組織中。對于轟擊，將胚發生組織置于瓊脂糖硬化的N6培養基上的濾紙上。組織布置成薄薄一層，并覆蓋直徑為約5cm的圓形區域。然后可以將包含組織的培養皿置于離阻擋網大約8cm的PDS-1000/He的腔室內。然后將該腔室中的空氣抽出至28英寸汞柱的真空。利用在擊波管中氦氣壓力達到IOOOpsi時破裂的可破裂膜，宏載體被氦氣沖擊波加速。轟擊后七天，可以將組織轉移至N6培養基中，該培養基含有雙丙氨膦(每升5mg)并缺少酪蛋白或脯氨酸。組織繼續在這種培養基上緩慢生長。另外兩周后，可以將組織轉移至含有bialophos的新鮮N6培養基上。六周后，在某些裝有補充了雙丙氨膦的培養基的盤上，可以辨別直徑約Icm的區域上有活性生長的愈傷組織。當在選擇培養基上繼代培養時，這些愈傷組織可以繼續生長。通過首先將組織簇轉移到補充有0.2mg每升的2，4_D的N6培養基中，可以從該轉基因愈傷組織再生出植物。兩周后，可將組織轉移至再生培養基中(Fromm等人，Bio/Technology8:833-839(1990))。可以再生出轉基因的TO植株并按照下面的HTP步驟確定它們的表型。可以收集Tl種子。可以栽培Tl植株并分析表型變化。利用圖像分析可以定量下面的參數可以收集并定量植株面積、體積、生長速率以及顏色分析。導致與合適的對照植物比較時根構造改變的表達載體可以被認為是RTl基因在玉米中發揮功能而改變根構造的證據。此外，可以將含有RTl基因的重組DNA構建體引入玉米品系中，該引入或者是通過直接轉化或者是通過從獨立轉化的品系基因滲入而來。可以對轉基因植株(或者是自交的或者是雜交的)進行更有力的基于田間的實驗來研究在多種環境和土壤條件下(如營養物質的改變和水的可利用性)的產量提高、改善的根穿透和/或抗根倒伏性。還可以進行后續的產量分析以確定含有RTl基因的植株在與未包含RTl基因的對照(或參照)植株比較時是否具有產量表現的改善。在各種環境條件下，含有RTl基因的植株相對于對照植株將具有較少的產量損失，優選少于50%的產量損失，或相對于對照植株將具有增加的產量。實施例12農桿菌LBA4404的電穿孔將電穿孔感受態細胞(40μL)，例如根瘤農桿菌LBA4404(含有PHP10523，圖9，SEQIDNO32)在冰上解凍(20至30分鐘)。PHP10523含有用于T-DNA轉移的VIR基因、農桿菌屬的低拷貝數質粒復制起始區、四環素抗性基因以及用于體內DNA生物分子重組的cos位點。同時，將電穿孔管(electroporationcuvette)在冰上冷卻。將該電穿孔儀的設置調節至2.lkV。將DNA等分試樣(0.5μLJT(US7，087,812)親代DNA，在低鹽緩沖液或雙蒸H2O中的濃度為0.2μg至1.0μg)與解凍的農桿菌細胞混合，同時仍然保持在冰上。將該混合物轉移至電穿孔管的底部并靜止保持在冰上1至2分鐘。通過按下“pulse(脈沖)”鍵兩次(理想的是獲得4.0毫秒的脈沖)對細胞進行電穿孔(Eppendorf電穿孔儀2510)。隨后，將0.5mL2xYT培養基(或SOCmedium)加至電穿孔管并轉移至15mLFalcon管中。將細胞在28至30°C、200至250rpm下孵育3小時。將25(^1^的等分試樣散布在#3(化11+5(^8/1^奇放線菌素)板上并在28至30°C下孵育3天。為了增加轉化體的數目，可以進行如下兩個可選步驟中的其中一個選擇1用30μL15mg/mL的利福平覆蓋平板。LBA4404具有針對利福平的染色體抗性基因。這種附加的選擇消除了在使用較差的LBA4404感受態細胞制備物時觀察到的一些污染克隆。選擇2進行兩次重復的電穿孔以補償較差的電感受態細胞。轉化體的鑒定選取四個獨立的克隆并劃痕接種在AB基本培養基+50mg/mL奇放線菌素的平板(#12S培養基)上用于分離單個克隆。將平板在28°C下孵育2至3天。對于每個推定的共整合體選取單個克隆并將其與4mL具有50mg/l的奇放線菌素的#60A孵育。將該混合物在28°C下搖動孵育24小時。采用QiagenMiniprep+可選的PB洗滌，從4mL培養物分離出質粒DNA。DNA在30μL中洗提。將2μ1等分試樣用于如上所述電穿孔20μLDH10b+20μ1ddH20。可任選地，可將15μL等分試樣用于轉化75至100μL的InvitrogenLibraryEfficiencyDH5α。將細胞散布在LB培養基+50mg/mL奇放線菌素的平板(#34T培養基)上并將其在37°C下孵育過夜。對于每個推定的共整合體選取3至4個獨立的克隆并將其接種在4mL具有50μg/mL奇放線菌素的2xYT(#60A)上。將細胞在37°C下搖晃培養過夜。用QIAprepMiniprep從4mL培養物分離質粒DNA，任選進行PB洗滌(在50μ1中洗提)。將8μL用于用SalI消化(使用JT親代DNA和ΡΗΡ10523作為對照)。對于4個質粒利用限制性內切酶BamHI、EcoRI和HindIII再進行三次消化(使用親代DNA和PHP10523作為對照)，這4個質粒代表2種具有正確SalI消化模式的推定共整合體。推薦電凝膠(Electronicgel)用于比較。作為另一種選擇，對于高通量應用，例如針對GaspeBayFlint衍生的玉米品系(實施例16至18)所描述的，代替通過限制性酶切分析來評價所得的共整合載體，可將三個克隆同時用于感染步驟。實施例13農桿菌屬細菌介導的玉米的轉化可以轉化玉米植株以過表達RTl和RTl樣基因，以便檢驗所得的表型。農桿菌屬細菌介導的玉米轉化基本上按照Zhao等人，Meth.Mol.Biol.318315-323(2006)中描述的方法進行(還可參見Zhao等人，Mol.Breed.8:323_333(2001)和1999年11月9日公布的美國專利5，981，840，以引用的方式將該文獻并入本文)。該轉化過程涉及細菌接種、共孵育、靜止期、選擇以及植株再生。1.未成熟胚的制備從穎果切取未成熟胚并置于裝有2mLPHI-A培養基的2mL微型管中。2.胚的農桿菌屬細菌感染以及共培養2.1感染步驟用ImL微量吸移管移除PHI-A培養基并加入ImL農桿菌屬細菌懸浮液。輕輕倒置該管進行混合。將該混合物在室溫下孵育5分鐘。2.2共培養步驟用ImL微吸移管將農桿菌屬細菌懸浮液從感染步驟中移出。使用無菌刮刀將胚從管中刮出并轉移到100X15mm培養皿中的PHI-B培養基的平板中。確定胚的朝向，使得胚軸在培養基表面上朝下。將具有胚的平板在20°C下于黑暗中培養3天。L-半胱氨酸可用于共培養階段。采用標準二元載體，補充有100-400mg/LL-半胱氨酸的共培養培養基對于回收穩定的轉基因事件是至關重要的。3.推定他轉基因事件的誅雇向100X15mm培養皿中的PHI-D培養基的每平板中轉移10個胚，保持朝向，并用parafilm將培養皿密封。將平板在28°C下于黑暗中孵育。預計在6_8周將看見活性生長的推定事件(作為淺黃色胚組織)。不產生事件的胚可能是棕色和壞死的，并且幾乎沒有看見脆性組織生長。以2至3周的間隔(取決于生長速率)將推定的轉基因胚組織轉移到新鮮的PHI-D平板上進行繼代培養。記錄事件。4.TO棺株的再牛將在PHI-D培養基上增殖的胚組織轉移至100X25mm培養皿中的PHI-E培養基(體細胞胚成熟培養基)進行繼代培養并在28°C下，在黑暗中孵育約10至18天，直至體細胞胚成熟。將具有良好限定的盾片和胚芽鞘的個體成熟體細胞胚芽轉移到PHI-F胚芽發芽培養基中，并且在28°C于光中(約80μΕ，來自冷光燈或同等熒光燈)培養。在7至10天，將約IOcm高的再生植株盆載于園藝混合物中，并使用標準園藝方法使其受冷而變得耐寒。用干棺物轉化的培養某1.PHI-A:4g/L的CHU基礎鹽、1.OmL/L的1000XEriksson維生素混合物、0.5mg/L的鹽酸硫胺素、1.5mg/L的2，4-D、0.69g/L的L-脯氨酸、68.5g/L的蔗糖、36g/L的葡萄糖，PH為5.2。在使用前加入100μM的乙酰丁香酮，過濾滅菌。2.PHI-B無葡萄糖的PHI_A，2，4_D增加至2mg/L，蔗糖減少至30g/L并且補充有0.85mg/L的硝酸銀(過濾滅菌)，3.Og/L的固化劑(gelrite)，100μM的乙酰丁香酮(過濾滅菌)，ρΗ為5.8。3.PHI-C無固化劑和乙酰丁香酮的PHI-B，2，4-D減少至1.5mg/L并且補充有8.Og/L的瓊脂，0.5g/L的Ms-嗎啉乙磺酸(MES)緩沖液，100mg/L的羧芐青霉素(過濾滅菌)。4.PHI-D補充有3mg/L的雙丙氨膦(過濾滅菌)的PHI-C。5.PHI-E:43g/L的MurashigeandSkoog(MS)鹽(Gibco，BRLl1117-074)、0·5mg/L的煙酸、0.lmg/L的鹽酸硫胺素、0.5mg/L的鹽酸吡哆醇、2.0mg/L的甘氨酸、0.lg/L的肌醇、0.5mg/L的玉米素(Sigma，商品目錄號:Z_0164)、lmg/L的吲哚乙酸(IAA)、26·4μg/L的脫落酸(ABA)、60g/L的蔗糖、3mg/L的雙丙氨膦(過濾滅菌)、100mg/L的羧芐青霉素(過濾滅菌)、8g/L的瓊脂，pH為5.6。6.PHI-F不含玉米素、IAA,ABA的PHI-E；蔗糖減少至40g/L；用1.5g/L的固化劑代替瓊脂；pH*5.6。通過首先將組織簇轉移到補充有0.2mg每升的2，4_D的N6培養基中，可以從該轉基因愈傷組織再生出植物。兩周后，可以將組織轉移至再生培養基(Fromm等人，(1990)Bio/Technology8:833—839)中。可以進行對轉基因TO植株和Tl植株的表型分析。可以分析Tl植株表型的變化。利用圖像分析，可以在植株生長過程中在多個時間點，分析Tl植株在植株面積、體積、生長速率方面的表型變化以及可以進行顏色分析。可以如實施例21中所述分析根構造的改變。可以對農學特性的改變進行后續分析以確定含有RTl或RTlL基因的植株在與不含有RlT或RTlL基因的對照(或參照)植株比較時，是否具有至少一種農學特性的改善。還可以在多種環境條件下研究改變。實施例14mmMmmmm^mmimwM^RTI禾ΠRTI樣基因的玉米表達裁體玉米表達載體可使用RTl(SEQIDNO12)和RTl樣基因(SEQIDNO20)在NAS2(SEQIDNO:33)、GOS2(SEQIDNO34)或泛素(UBIlZM;SEQIDNO35)啟動子的控制下進行制備。PINII是終止子(SEQIDNO36)。使用Invitrogen，sGateway技術，含有玉米RTl基因或玉米類RT基因的入門克隆(如實施例9中所述產生)可以用于單獨的與1)組成型玉米G0S2啟動子入門克隆PHP28408(圖10，SEQIDNO37)和PinII終止子入門克隆PHP20234(圖11，SEQIDNO:38)的GatewayLR反應，形成目的載體PHP28529(圖12，SEQIDNO39)。2)根玉米NAS2啟動子入門克隆PHP22020(圖13，SEQIDNO:40)和PinII終止子入門克隆PHP20234(圖11，SEQIDNO:38)的GatewayLR反應，形成目的載體PHP28529(圖12，SEQIDNO39)。3)組成型玉米UBIlZM啟動子入門克隆PHP23112(圖14，SEQIDNO41)和PinII終止子入門克隆PHP20234(圖11，SEQIDNO38)的GatewayLR反應，形成目的載體PHP28529(圖12，SEQIDNO39)。目的載體PHP28529還給每種最終載體添加1)RD29A啟動子黃色熒光蛋白PinII終止子盒，用于擬南芥屬種子分選。2)泛素啟動子moPAT/紅色熒光蛋白融合基因PinII終止子盒，用于轉化選擇和玉米種子分選。除了G0S2或NAS2啟動子，其他啟動子，例如但不限于S2A和S2B啟動子、玉米R00TMET2啟動子、玉米Cyclo、CRlBI0、CRWAQ81以及玉米ZRP2.4447，可用于引導RTl和RTl樣基因在玉米中的表達。此外，多種終止子，例如但不限于PINII終止子，可以用于完成所關注基因在玉米中的表達。實施例15利用農桿菌屬細菌介導的轉化用RTl和RTl樣基因轉化玉米品系然后，可以將最終載體(實施例14)獨立地用電穿孔法進入含有PHP10523(圖9；SEQIDNO:32，Komari等人，PlantJ10165-174(1996)，NCBIGI59797027)的LBA4404農桿菌中以產生共整合載體用于玉米轉化。該共整合載體是通過最終載體(玉米表達載體)與PHP10523的重組(通過每個載體上含有的COS重組位點)而形成。除了實施例14中所述的表達盒，該共整合載體還含有農桿菌屬菌株以及農桿菌屬細菌所介導的轉化所需的基因(ΤΕΤ、ΤΕΤ、TRFA、ORI終止子、CTL、ORIV、VIRCl、VIRC2、VIRG、VIRB)。轉化玉米品系可以如實施例18所述進行。實施例16用于轉化GaspeBayFlint衍生的玉米品系的目的載體PHP23236和PHP29635的制備目的載體PHP23236(圖8，SEQIDNO31)是通過用質粒PHP23235(圖I5，SEQIDNO42)轉化包含質粒PHP10523(圖9，SEQIDNO32)的農桿菌菌株LBA4404并分離所得的共整合產物而獲得。目的載體PHP23236可以被用于如實施例9所述的與入門克隆的重組反應，以產生用于轉化GaspeBayFlint衍生的玉米品系的玉米表達載體。所關注的基因的表達是處于泛素啟動子(SEQIDNO35)的控制之下。PHP29635(圖16，SEQIDNO43)是通過用質粒PII0XS2a_FRT87(ni)m(圖17，SEQIDNO44)轉化包含質粒PHP10523的農桿菌菌株LBA4404并分離所得的共整合產物而獲得。目的載體PHP29635可以被用于如實施例10所述的與入門克隆的重組反應，以產生用于轉化GaspeBayFlint衍生的玉米品系的玉米表達載體。所關注的基因的表達是處于S2A啟動子(SEQIDNO45)的控制之下。實施例17制備包含RTl或RTl樣的質粒用于轉化GasoeBayFlint衍牛的玉米品系的基因利用invitrogen’sGateway重組技術，可以產生含有RTl或RTl樣基因的入門質粒，如實施例10中所述，并且將該質粒用于將每種基因定向克隆進目的載體PHP23236(實施例16)中用于在泛素啟動子的控制下表達，或定向克隆進目的載體PHP29635(實施例16)中用于在S2A啟動子的控制下表達。每一種表達載體都是用于農桿菌屬細菌介導的玉米轉化的T-DNA二元載體。GaspeBayFlint衍生的玉米品系可以如實施例18中所述用表達載體轉化。實施例18用RTl和RTl樣基因轉化GaspeBayFlint衍牛的玉米品系可以轉化玉米植株以過表達RTl和RTl樣基因，以便檢驗所得的表型。受體棺株受體植株細胞可以來自具有短的生活周期(“快速循環”)、大小減少以及轉化潛能高的單一玉米品系。對玉米典型的這些植株細胞是來自可公開獲得的GaspeBayFlint(GBF)品系變種的植株細胞。一種可能的候選植株品系變種是GBFXQTM(QuickTurnaroundMaize(快速周轉玉米)，選擇用于在溫室條件下生長的GaspeBayFlint的可公開獲得形式)的Fl雜種，其在Tomes等人的美國專利申請公開No.2003/0221212中有所公開。從該品系獲得的轉基因植株具有如此小的大小使得它們可以在4英寸的盆中生長(是正常大小的玉米植株所需空間的1/4)并且它們在少于2.5個月時間內成熟。(傳統上，一旦轉基因植株適應溫室后需要3.5個月來獲得轉基因TO種子。)另一合適的品系是GS3(高度可轉化的品系)XGaspeFlint的雙單倍體品系。還有另一種合適的品系是攜帶引起較早開花、高度減小或這兩者的轉基因的可轉化的優良自交系。轉化規程任何合適的方法可以用于將轉基因引入玉米細胞中，包括但不限于利用基于農桿菌載體的接種類型的步驟。轉化可以在受體(靶標)植株的未成熟胚上進行。精確的生長和植株跟蹤將由轉化的玉米胚產生的轉基因(TO)植株的事件群體在受控的溫室環境中栽培，該溫室使用改良的隨機分塊(block)設計以降低或消除環境誤差。隨機分塊設計是這樣一種植株布局，在該布局中，實驗植株被分成組(如，每組30株植株)，稱為塊，而每株植株隨塊被隨機分配一個位置。對于一組30株植株，24株轉化的實驗植株和6株對照植株(具有設定好的表型的植株)(總起來說稱為“重復組”)被置于盆中，這些盆在位于溫室內的桌子上布置成陣列(也叫做重復組或塊)。每株植株(對照植株或實驗植株)隨塊被隨機分配一個位置，所述的塊映射一個唯一的、溫室物理位置以及映射該重復組。在單次實驗中多個30株植株的重復組中的每一個可以栽培在相同的溫室中。應該確定重復組的布局(布置方式)以使對空間的要求最小以及溫室內的環境影響最小。這樣一種布局可以稱為壓縮的溫室布局。對于加入特定的對照組的一種替代方法是鑒定不表達所關注基因的那些轉基因植株。可以將諸如RT-PCR之類的多種技術應用于定量評估引入基因的表達水平。可以將不表達轉基因的TO植株與表達轉基因的那些植株進行比較。在整個評價過程中鑒定和跟蹤事件群體中的每株植株，并且從那些植株收集的數據自動與那些植株相關聯，使得所搜集的數據可以與由該植株攜帶的轉基因關聯。例如，每個植株容器具有機器可讀的標簽(例如通用貨單代碼(UPC)條形碼)，該標簽包含了關于植物身份的信息，身份信息繼而又與溫室位置相關，使得從植物獲得的數據可以自動與該植物相關聯。作為另外一種選擇，可以使用任何有效的、機器可讀的植物識別系統，例如二維矩陣代碼或甚至是射頻識別標簽(RFID)，其中數據被接收并由射頻接收器/處理器進行翻譯。參見美國公布的專利申請No.2004/0122592，將其以引用的方式并入本文。利用三維成像講行表型分析對TO事件群體中的每株溫室植株(包括任意對照植株)分析所關注的農學特性，并且以這樣一種方式記錄或存儲每株植株的農學數據，該方式使得數據與該植株的辨識數據(見上面)相關聯。可以利用與上述類似的實驗設計，可以在Tl代中完成對表型(基因效應)的確認。在植物的整個溫室生活周期中，利用定量的非破壞性成像技術在表型水平上來分析TO植株以評估所關注的性狀。優選的是，將數字成像分析儀用于整株植物的自動多維分析。成像可以在溫室內進行。將兩個攝像系統(位于頂部和側面)和用于旋轉植物的裝置用于從所有側面觀察植物和成像。從每株植物的頂部、前面和側面采集圖像。所有的三個圖像一起提供了足夠的信息用于評價每株植物的生物量、大小和形態。由于植物在第一片葉片從土壤顯現出來時到植物處于它們發育的末期時大小的改變，最好是從頂部以較高的放大倍率記錄植物發育的早期。這可以通過利用完全由成像軟件控制的自動變焦鏡頭系統來完成。在單次成像分析操縱中，進行如下事件(1)將植株傳送至分析儀區域內，旋轉360度以便其機器可讀標簽可以被讀取，并且讓其保持靜止直至其葉片停止移動；(2)獲取側面圖像并將其輸入數據庫；(3)將植株旋轉90度并再次讓其保持靜止直至其葉片停止移動，以及(4)將該植株傳送出分析儀。每24小時的周期讓植物至少6個小時處于黑暗以便具有正常的白天/黑夜周期。成像儀器可以使用任何合適的成像儀器，包括但不限于可從LemnaTecGmbH(Wurselen，Germany)商購獲得的光譜數字成像儀。獲取圖像并用具有1/2"ITProgressiveScanIEECCD成像設備的LemnaTecScanalyzerHTSLT-0001-2進行分析。該成像照相機可以配備有自動變焦、自動調節光圈和自動聚焦。可以利用LemnaTec軟件設定所有的照相機設置。優選的是，對于主要組成成像分析儀的儀器差異小于約5%，對于次要組成成像分析儀的儀器差異小于約10%。_成像分析系統包括用于顏色和結構分析的LemnaTecHTSBonit軟件程序和用于存儲約500，000次分析的數據(包括分析數據)的服務器數據庫。原始圖像和分析過的圖像儲存在一起以允許用戶根據需要進行再次分析。可以將數據庫連接至成像硬件用于自動的數據收集和存儲。多種可商購獲得的軟件系統(例如Matlab，其它軟件)可用于定量解釋圖像數據，并且可將這些軟件體系中的任何一種應用于所述圖像數據集。傳送系統具有植物旋轉裝置的傳送系統可以用于將植物傳送至成像區域并在成像過程中選擇植物。例如，將最多4株植物(每株最高高度為1.5m)裝上汽車，該汽車在循環的傳送系統上行進并通過成像測量區域。在這種情況下，該單位(成像分析儀和傳送環線)的總占有面積為約5mX5m。可以擴大傳送系統以同時容納更多植物。將植物沿傳送環線傳送至成像區域并對每株植物分析最多50秒。獲取植物的三個視圖。傳送系統以及成像設備應該能夠用于溫室環境條件。MM任何合適的照明模式可用于圖像采集。例如，可以在暗背景上使用頂部照明。作為另外一種選擇，可以采用使用白色背景的頂部照明和背部照明的組合。應該將被照亮的區域圍起來以確保恒定的照明條件。遮蔽物應該長于測量區域使得能保持恒定的光條件而不需要打開和關閉門。作為另一種選擇，可以變化照明以引起轉基因(如，綠色熒光蛋白(GFP)、紅色熒光蛋白(RFP))的激發或者引起內源性(如葉綠素)熒光基團的激發。基于三維成像的生物量估計為了更好地估計生物量，應該從至少三個軸(優選頂部視圖和兩個側面(側面1和側面2)視圖)獲取植物圖像。然后分析這些圖像以將植物從背景(盆和花粉控制袋(如果適用的話))分離。可以通過如下計算估計植物的體積體積(體素)=λ/頂部面積(像素)X^側面1面積(像素)/側面2面積(像素)在上面的等式中，體積和面積的單位是“任意單位”。在該體系中，任意單位完全足以檢測基因對植物大小和生長影響，因為所需的是檢測與實驗平均值或對照平均值的差值(正_較大和負_較小兩者)。大小(如面積)的任意單位可以通過將物理參照加至成像過程而輕易地轉化成物理量度。例如，可以在頂部成像過程和側面成像過程兩者中都包括已知面積的物理參照。基于這些物理參照的面積，可以測定轉換因子以允許從像素轉換為面積單位，例如平方厘米(cm2)。物理參照可以是或可以不是獨立的樣本。例如，具有已知直徑和高度的盆足可以用作物理參照。顏餼分類成像技術還可以用于確定植物顏色以及用于將植物顏色歸為各種衍生類型。將圖像顏色歸屬于顏色類型是LemnaTec軟件的固有特色。使用其他圖像分析軟件系統，可以通過多種計算方法確定顏色分類。對于植物大小和生長參數的測定，一種有用的分類方案是定義一種單一顏色方案，包括綠色的兩種或三種色調，此外，還有關于缺綠病、壞死和漂白(在這些條件出現時)的顏色類型。還使用了背景顏色類型，其包括圖像中的非植物顏色(例如盆和土壤顏色)，并將這些像素特別地從測定大小中排除。在受控的恒定照明下分析植物，使得可以定量一株植物內隨時間推移的任何改變，或者植物之間或植物不同分枝之間的任何改變(如季節差異)。除了其在測定植物的大小、生長中的有效性，顏色分類還可以用于評估其他產量構成性狀。對于這些其他產量構成性狀，可以使用另外的顏色分離方案。例如，稱為“保綠度(Staygreen)”的性狀(已經將其與產量的提高相關聯)可以通過顏色分類來評估，該顏色分類將綠色色調與黃色和棕色色調(其指示老化的組織)相分離。通過將這種顏色分類應用于在TO或T1植物生活周期末獲取的圖像，可以鑒定綠色的量相對于黃色和棕色(例如，可以表示為綠色/黃色比率)增加的植物。這種綠色/黃色比率具有顯著差異的植物可以被鑒定為攜帶影響這種重要農學特性的轉基因。熟練的植物學家將認識到可以指示植物健康或應激反應的其他植物顏色(花青素)的出現，以及認識到其他顏色分類方案可以提供對基因在與這些響應相關的性狀方面的作用的進一步度量。棺物結構分析改變植物結構參數的轉基因也可以用本發明鑒定，包括諸如最大高度和寬度、節間距離、葉與莖之間的角度、在節處開始的葉片數以及葉片長度。LemnaTec系統軟件可以如下用于確定植物結構。在第一成像步驟中將植物簡化至其主要的幾何結構，并且隨后，基于該圖像，可以進行不同結構參數的參數化識別。改變(或者是單獨地或者是組合地)任意這些結構參數的基因可以通過應用此前所述的統計方法鑒定。花粉脫落日期花粉脫落日期是轉基因植物中要分析的一個重要參數，并且可以通過活性雄花第一次出現在植物上來確定。為了找到雄花目標，通過顏色對莖的上端進行分類以檢測黃色或紫色花藥。然后將這種顏色分類分析用于定義活性花，活性花繼而可以用于計算花粉脫落日期。作為另外一種選擇，花粉脫落日期和其他易于在視覺上檢測到的植物屬性(如授粉日期、第一穗絲日期)可以由負責進行植物看護的工作任人員來記錄。為了使數據完整性和過程效率最大化，通過利用相同的由LemnaTec光譜數字分析設備利用的條形碼來跟蹤該數據。可以將具有條形碼閱讀器的電腦、掌上設備或筆記本電腦用于使記錄觀察時間、植物標識符的數據捕捉變得容易，以及使捕捉數據的操縱者變得舒適。植物的取向以接近商業栽培的密度種植的成熟玉米植物通常具有平面的結構。也就是說，植物具有一可清晰分辨的寬的側面和窄的側面。對來自植物寬側的圖像進行測定。對于每株植物，給其賦予一個明確界定的基本取向以獲得寬側圖像與窄側(edgewise)圖像之間的最大差別。將頂部圖像用于確定植物的主軸，而將額外的旋轉裝置用于在開始主圖像采集前將植物轉至合適的取向。實施例19在氮限制條件下篩選GaspeBayFlint衍生的玉米品系氮利用率可通過在田間的氮消耗土壤上通過種植多列玉米、或通過在溫室中使用如本文所述的實驗條件進行測試。轉基因植物將含有兩個或三個劑量的GaspeFlint-3與一個劑量的GS3(GS3/(Gaspe-3)2X或GS3/(Gaspe-3)3X)，并且對于顯性轉基因將會以11分離。將植物在Turface中栽培，每天用ImMKNO3生長培養基和2mMKNO3或更高的生長培養基澆灑四次(見圖18)。在ImMKNO3培養基中培養的對照植物的綠度較小，產生較少的生物量并且在開花期具有較小的穗(關于樣本數據的示例請參見圖19)。用統計學確定處理株之間所觀察到的差異是否真有差異。圖19示出了一種方法，該方法將字母放在數值后面。同一列中其后具有相同字母(不是字母組)的那些值不具有顯著的差異。使用該方法，如果在一列中的值的后面沒有字母，則該列中的任意這些值之間不存在顯著的差異，換句話講，該列中的所有這些值是均等的。與無效轉基因相比較，轉基因的表達將導致植物在ImMKNO3中具有改善的植物生長。因此，將會在生長期間監控生物量和綠度并將其與無效轉基因相比較。生長、綠度、開花期穗的大小的改善將表明氮耐受性增強。實施例20H有RTl或RTl樣某因的玉米品系的產量分析可以將含有RTl或RTl樣基因的重組DNA構建體通過直接轉化或從獨立轉化的品系的基因滲入來引入玉米品系中。可以將轉基因植物(自交系或雜種)進行更強的基于田間的試驗，以研究在不同環境條件(例如改變水和營養物質可利用性)下的產量增加和/或穩定性。可以進行后續的產量分析，以確定在各種環境條件下含有RTl或RTl樣基因的植物與不含RTl或RTl樣基因的對照植物相比較時是否具有改善的產量表現。可以測得這兩種植物的產量都有所減少。相對于對照植物，含RTl或RTl樣基因的植物的產量損失較少，優選產量損失少于50%。實施例21測定玉米根構造改變的測定法測定轉基因玉米植物在幼苗期、花期或成熟期的根構造改變。測量玉米植物的根構造改變的測定法包括但不限于下面概述的方法。為了便于手動或自動地測定根構造改變，可以讓玉米植物在透明的盆中生長。1)根量(干重)。讓植物在Turface中生長。將烘干的根和根組織稱重并計算根冠比。2)側根分枝的水平。側根分枝的程度(如側根數量、側根長度)通過這樣確定從完整的根系進行二次取樣，將樣本用平面掃描器或數碼相機成像并用WinRHIZO軟件(RegentInstrumentsInc.)分析。3)根帶寬度的測量。根帶是植物成熟時在溫室栽培盆的底部形成的根帶或根量。測量成熟時根帶的厚度(以mm為單位)，作為對根量的粗略估計。4)節生根的計數。從支持培養基(supportmedium)(如盆栽混合物(pottingmix))中分離出根后，可以測定上部節位處出現的冠根數。另外，可以測量冠根和/或支柱根的角度。對節生根和節生根的分枝量的數值分析形成對上述手動方法的另一種延伸。對提取的有關根表型的所有數據進行統計分析(通常為t_檢驗)，以將轉基因根與非轉基因姊妹株植株的根進行比較。在多個事件和/或構建體涉及該分析的情況下，還可以使用單因素方差分析。實施例22篩詵GasoeBayFlint衍牛的玉米品系用于耐旱件可用以下方法篩選具有耐旱性的含RTl或RTl樣基因的轉基因GaspeBayFlint衍生玉米品系。轉基因玉米植物經受供水良好條件(對照)和干旱脅迫條件。在Tl階段或更晚的時期篩選轉基因玉米植物。在播種后(DAS)10至14天或移植后7天時開始施加脅迫，持續至抽穗絲。在整個干旱脅迫處理期間通過自動系統給罐澆水，該自動系統配有定時器以提供25或50%的田間持水量的水。該脅迫的強度和持續時間將允許鑒定對植物生長的影響以及對開花-抽穗絲間隔的影響。罐混合物使用1/3蒙脫石(ProfileProductsLLC,IL,USA)、1/3沙土和l/3SB300(SunGroHorticulture,WA,USA)的混合物。SB300可用FafardFine-Germ(ConradFafard,Inc.，MA,USA)替代，并且可減少沙土在混合物中的比例。因此，最終罐混合物可以是3/8(37.5%)的蒙脫石、3/8(37.5%)的Fafard和1/4(25%)沙土。田間持水量測定測量用于一個S200罐(減去罐重量)的土壤混合物(wl)的重量。如果土壤混合物的所有組分都不是干燥的，在測定Wl前在100°C下干燥土壤至恒重。罐中的土壤加水至完全飽和，并排出所有土壤重力水。測定排出土壤重力水后的土壤(W2)重量(減去罐重量)。田間持水量是獲取自至wl的土壤中保有的水的重量。它可被描述為烘干土壤重量的百分比。脅迫處理在植物生長的早期階段(10DAS至21DAS)，供水良好的對照具有75%田間持水量的每日供水，而干旱脅迫處理具有25%田間持水量的每日供水，兩者都是在或約IOAM時的單日劑量。當植物進一步生長時(21DAS)，必須將供水良好對照的每日供水量提高到全田間持水量，并將干旱脅迫處理的每日供水量提高到50%田間持水量。營養物質溶液用自來水稀釋至1/16的改良Hoagland溶液被用于灌溉。M4使用以下配方制備20L改良Hoagland溶液<table>tableseeoriginaldocumentpage56</column></row><table><table>tableseeoriginaldocumentpage57</column></row><table>使用肥料級KNO3。在移植時或在出苗后加入半茶匙奧綠肥(Osmocote)(NPK15:9:12)到罐中是有用的(TheScottsMiracle-GroCompany，0H，USA)。邊界植物將一排邊界植物放置在鄰近溫室玻璃墻的工作臺邊緣，或鄰近其它潛在微環境變化原因(如制冷風扇)的工作臺邊緣。自動操作使用具有鉆孔的PVC管進行澆水，使用虹吸裝置將水系統的供給到放置的罐中。使用定時器安排灌溉時序。統計分析在不同脅迫處理條件下的轉基因事件中記錄的植物尺寸、顏色和葉綠素熒光的平均值將被輸出到Spotfire(Spotfire，Inc.，MA,USA)。處理平均值將使用方差分析進行差值評估。重復每個事件每種處理使用八至十株植物。進行觀察在整個生長階段每周進行三次Lemnatec測量以捕集植物生長速率。在整個脅迫期間使用Lemnatec每周進行三次葉片顏色測定。使用HansatechFMS2儀(LemnaTecGmbH，Wurselen，Germany)，在實驗期間將葉綠素熒光記錄為PhiPSII(它指示光合體系II光化學的工作量子效率)和Fv’/Fm’(它是光合體系II的最大效率)二至四次，記錄在測量日的IlAM開始。在脅迫期間，在開始看到干旱脅迫癥狀(即，葉片灰化及葉片卷曲)時開始測量，直至實驗結束，并且在最幼嫩的、伸展最充分的葉片上進行測量并記錄。記錄每單株植物的抽穗和抽穗絲日期，并計算ASI。權利要求在基因組中包含重組DNA構建體的植物，所述重組DNA構建體包含可操作地連接至少一種調控元件的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50％的序列同一性，并且其中所述植物在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。2.權利要求1的植物，其中所述植物是玉米植物或大豆植物。3.植物，所述植物在其基因組中包含重組DNA構建體，所述重組DNA構建體包含(a)可操作地連接至少一種調控元件的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，在與SEQIDNO:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(b)抑制DNA構建體，所述構建體包含至少一種調控元件，所述調控元件可操作地連接至(i)以下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(b)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或()源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，當與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽，并且其中在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時，所述植物表現出至少一種農學特性的改變。4.權利要求3的植物，其中所述植物是玉米植物或大豆植物。5.權利要求3的植物，其中在不同的環境條件下與所述未包含所述重組DNA構建體的所述對照植物比較時，所述植物表現出至少一種農學特性的所述改變。6.權利要求5的植物，其中所述不同的環境條件為選自干旱、氮、土壤類型、昆蟲或病害中的至少一種。7.權利要求5的植物，其中所述植物是玉米植物或大豆植物。8.權利要求6的植物，其中所述植物是玉米植物或大豆植物。9.權利要求7的植物，其中所述植物是玉米植物或大豆植物。10.權利要求3的植物，其中所述至少一種農學特性選自綠度、產量、生長速率、生物量、成熟時的鮮重、成熟時的干重、果實產量、種子產量、總植物含氮量、果實含氮量、種子含氮量、營養組織含氮量、總植物游離氨基酸含量、果實游離氨基酸含量、種子游離氨基酸含量、營養組織游離氨基酸含量、總植物蛋白質含量、果實蛋白質含量、種子蛋白質含量、營養組織蛋白質含量、耐旱性、氮攝取、根穿透、根倒伏、莖倒狀、植株高度、穗長和收獲指數。11.權利要求10的植物，其中所述植物是玉米植物或大豆植物。12.權利要求3的植物，其中在與所述對照植物相比較時，所述植物表現出所述至少一種農學特性的增強。13.權利要求12的植物，其中所述植物是玉米植物或大豆植物。14.改變植物根構造的方法，所述方法包括(a)將重組DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述重組DNA構建體包含可操作地連接至少一種調控序列的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，當與SEQIDN0:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；以及(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體，并且在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。15.權利要求14的方法，所述方法還包括(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體，并且在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造。16.評價植物根構造的方法，所述方法包括(a)將重組DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述重組DNA構建體包含可操作地連接至少一種調控序列的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，當與SEQIDNO:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(c)評價與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較，所述轉基因植物的根構造。17.權利要求16的方法，所述方法還包括(d)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(e)評價與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較，所述子代植物的根構造。18.評價植物根構造的方法，所述方法包括(a)將重組DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述重組DNA構建體包含可操作地連接至少一種調控序列的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，當與SEQIDNO:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(d)評價與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較，所述子代植物的根構造。19.測定植物農學特性改變的方法，所述方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，所述重組DNA構建體包含可操作地連接至少一種調控序列的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，當與SEQIDNO:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(c)測定所述轉基因植物在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。20.權利要求19的方法，所述方法還包括(d)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(e)測定所述子代植物在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。21.權利要求19的方法，其中所述測定步驟包括測定所述轉基因植物在不同的環境條件下與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。22.權利要求20的方法，其中所述不同的環境條件為選自干旱、氮、土壤類型、昆蟲或病害中的至少一種。23.權利要求20的方法，其中步驟(e)包括測定所述子代植物在不同的環境條件下與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。24.權利要求23的方法，其中所述不同的環境條件為選自干旱、氮、土壤類型、昆蟲或病害中的至少一種。25.測定植物農學特性改變的方法，所述方法包括(a)將重組DNA構建體引入到可再生的植物細胞中，所述重組DNA構建體包含可操作地連接至少一種調控序列的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼多肽，當與SEQIDNO:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體；以及(d)測定所述子代植物在與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。26.權利要求25的方法，其中步驟(d)包括測定所述轉基因植物在不同的環境條件下與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。27.測定植物農學特性改變的方法，所述方法包括(a)將抑制DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述抑制DNA構建體包含至少一種調控元件，所述調控元件可操作地連接至(i)如下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或()源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，當與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后，從可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體；以及(c)測定所述轉基因植物在與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。28.權利要求27的方法，其中所述測定步驟包括測定所述轉基因植物在不同的環境條件下與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。29.權利要求28的方法，其中所述不同的環境條件為選自干旱、氮、土壤類型、昆蟲或病害中的至少一種。30.權利要求27的方法，所述方法還包括(d)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體；以及(e)測定所述子代植物在與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。31.權利要求30的方法，其中步驟(e)包括測定所述子代植物在不同的環境條件下與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。32.權利要求31的方法，其中所述不同的環境條件為選自干旱、氮、土壤類型、昆蟲或病害中的至少一種。33.測定植物農學特性改變的方法，所述方法包括(a)將抑制DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述抑制DNA構建體包含至少一種調控元件，所述調控元件可操作地連接至(i)如下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或()源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，當與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體，并且當與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時表現出改變的根構造；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體；以及(d)測定所述子代植物在與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。34.權利要求33的方法，其中步驟(d)包括測定所述轉基因植物在不同的環境條件下與未包含所述重組DNA構建體的對照植物比較時是否表現出至少一種農學特性的改變。35.權利要求34的方法，其中所述不同的環境條件為選自干旱、氮、土壤類型、昆蟲或病害中的至少一種。36.改變植物根構造的方法，所述方法包括(a)將抑制DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述抑制DNA構建體包含至少一種調控元件，所述調控元件可操作地連接至(i)如下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或()源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，當與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；以及(b)在步驟(a)之后，從所述可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體，并且其中當與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時，所述轉基因植物表現出改變的根構造。37.權利要求36的方法，所述方法還包括(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述重組DNA構建體，并且其中當與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時，所述子代植物表現出改變的根構造。38.評價植物根構造的方法，所述方法包括(a)將抑制DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述抑制DNA構建體包含至少一種調控元件，所述調控元件可操作地連接至(i)如下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO:13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或()源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，當與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后，從可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體；以及(c)評價當與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物相比較時，所述轉基因植物的根構造。39.權利要求38的方法，所述方法還包括(d)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體；以及(e)評價當與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時，所述子代植物的根構造。40.評價植物根構造的方法，所述方法包括(a)將抑制DNA構建體弓丨入到可再生的植物細胞中，所述抑制DNA構建體包含至少一種調控元件，所述調控元件可操作地連接至(i)如下序列的全部或部分(A)編碼多肽的核酸序列，在與SEQIDNO13、17、19或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少50%的序列同一性，或(B)所述(a)(i)(A)的核酸序列的全長互補序列；或()源自所關注的靶基因的有義鏈或反義鏈的全部或部分的區域，當與所述區域所來源的有義鏈或反義鏈的全部或部分比較時，基于ClustalV比對方法，所述區域的核酸序列具有至少50%的序列同一性，并且其中所述所關注的靶基因編碼RTl或RTl樣多肽；(b)在步驟(a)之后，從可再生的植物細胞再生出轉基因植物，其中所述轉基因植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體；(c)獲得源自所述轉基因植物的子代植物，其中所述子代植物在其基因組中包含所述抑制DNA構建體；以及(d)評價當與未包含所述抑制DNA構建體的對照植物比較時，所述子代植物的根構造。41.分離的多核苷酸，所述多核苷酸包含(i)編碼多肽的核酸序列，當與SEQIDNO:13或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少80%的序列同一性；或(ii)(i)的核酸序列的全長互補序列。42.分離的多核苷酸，所述多核苷酸包含(i)編碼多肽的核酸，當與SEQIDNO13或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少85%的序列同一性或(ii)(i)的核酸序列的全長互補序列。43.分離的多核苷酸，所述多核苷酸包含(i)編碼多肽的核酸序列，當與SEQIDNO:13或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少90%的序列同一性；或(ii)(i)的核酸序列的全長互補序列。44.分離的多核苷酸，所述多核苷酸包含(i)編碼多肽的核酸序列，當與SEQIDNO:13或21比較時，基于ClustalV比對方法，所述多肽的氨基酸序列具有至少95%的序列同一性；或(ii)(i)的核酸序列的全長互補序列。45.權利要求41的多核苷酸，其中所述多肽序列包含SEQIDNO13或21。46.權利要求41的多核苷酸，其中所述核酸序列包含SEQIDNO12或20。47.載體，所述載體包含權利要求41的多核苷酸。48.重組DNA構建體，所述重組DNA構建體包含與至少一種調控序列可操作地連接的權利要求41的多核苷酸。49.用于轉化細胞的方法，所述方法包括用權利要求41的多核苷酸轉化細胞。50.細胞，所述細胞包含權利要求48的重組DNA構建體。51.用于生產植物的方法，所述方法包括使用權利要求41的所述多核苷酸轉化植物細胞以及從轉化過的植物細胞再生植物。52.權利要求41的分離的多核苷酸，其中所述多肽序列包含至少一種選自SEQIDNO22和23的基序，其中所述基序是基本上保守的亞序列。53.編碼多肽的分離的多核苷酸，其中所述多肽的表達導致改變的根構造，并且其中所述多肽序列包含至少一種選自SEQIDNO:22和23的基序，其中所述基序是基本上保守的亞序列。全文摘要本發明描述了尤其可用于改變植物根構造的分離的多核苷酸和多肽及重組DNA構建體、包含這些重組DNA構建體的組合物(例如植物或種子)，以及利用這些重組DNA構建體的方法。所述重組DNA構建體包含可操作地連接在植物中有功能的啟動子的多核苷酸，其中所述多核苷酸編碼可用于改變植物根構造的多肽。文檔編號A01H5/00GK101827938SQ200880022664公開日2010年9月8日申請日期2008年6月27日優先權日2007年6月29日發明者G·塔拉米諾,H·薩凱申請人:納幕爾杜邦公司